Antes da refeição sobre a comida da carpa branca na sede da Moldávia
Hoje em dia, os peixes portadores de toupeiras – carpa prateada e carpa herbívora – são introduzidos com sucesso nas massas de água da Moldávia. Isto é muito importante para a extração de produtos pesqueiros adicionais, removendo a parte vicorosa da base alimentar natural com água. Porém, para a conclusão bem-sucedida desta tarefa, é necessário estudar detalhadamente a variedade de mentes ecológicas que exigem o desenvolvimento desses peixes em nossos corpos d'água, bem como o abastecimento alimentar para eles. Também é necessário saber como está sendo consumido o suprimento de alimentos pelos novos assentados.
Em 1961, relatamos os resultados da investigação de um número significativo de espécimes de carpa prateada branca no trato intestinal, em todo o mundo em 1961. na Universidade Estadual Regional de Falesti. A coleta de material foi iniciada em 1962. Outro destino foi a vida desses peixes e eles foram mastigados até a primavera de 1965. inclusivo.
Pegamos os dados para mostrar que, nas mentes da sede da Moldávia, a carpa branca é, entre outras coisas, criaturas vitoriosas de hidrobionti. Representantes do zooplâncton foram encontrados nos intestinos de apenas 24% dos peixes observados. Ao mesmo tempo, na maioria dos casos, o número de zooplâncteres nos intestinos passou de 1 a 2 espécies e, mesmo em um intestino, foram identificadas 8 espécies. Nos intestinos que examinamos foram identificadas 18 espécies de zooplâncter, e a densidade cutânea delas era muito baixa. Apenas os estágios de copépodes coexistiram em sete espécies, não mais do que em 2-3 intestinos. O zooplâncton começou a crescer em abundância, especialmente na primavera e na primavera, quando o número de fitoplâncton na população era mais baixo. Isto é claramente visível ao apontar mesa 1 Foi demonstrado que a quantidade máxima de zooplâncton no intestino corresponde à menor quantidade de fitoplâncton durante o período de observação. Tudo isto leva à ideia de que a multidão de confusão passa a alimentar-se de zooplâncton apenas durante os períodos em que o fitoplâncton na população é extremamente pobre. Em outros períodos, o consumo solitário de zooplâncteres no ouriço da carpa prateada é às vezes episódico, como aponta P. M. Saxena, com razão. É significativo que as taxas de zooplâncton, que crescem na presença da carpa prateada, sejam diversas e ricas [Zelenin e Naberezhny, 1962], mas podem não ser afetadas pela grande carpa prateada.
A principal fonte de alimento da carpa prateada nas massas de água da Moldávia são as algas planctônicas. A concentração de fitoplâncton nos intestinos que monitoramos passou a ser de 100%. No espectro de larvas de 45 espécimes de carpa prateada que revisamos, identificamos 102 espécies e variedades de algas planctônicas, Cyanophyta - 8, Bacillariophyta - 14, Chrysophyta - 1, Pyrrophyta - 1, Euglenophyta - 27, Volvociphyceae - 3, Protococcophyceae -45 e Desmidiales -3. A mesma diversidade dos principais grupos de algas planctônicas é característica de nossas taxas, incluindo as da Universidade Estadual do Rio Falesti, onde crescem peixes que estão sendo monitorados. Os diferentes grupos de algas mais importantes na carpa prateada colhida foram as algas ductais e euglenicas. Estes grupos também têm precedência sobre o fitoplâncton na maioria das nossas estacas.
Antes da biomassa, os grupos dominantes de algas no espectro de larvas da carpa prateada pareciam ser euglenoides e azuis-esverdeados, muitas vezes devido à intensa “cor” da água na água. Lishe na espiga veresnya 1962 No espectro de larvas da carpa prateada, o teor de água das diatomáceas foi mais importante. Cyclotella meneghiniana, a vagina média nos intestinos custava 8 rublos. ( mesa 1). Nos intestinos de grandes espécimes de peixes, o teor de água das diatomáceas antes desse período era de cerca de 16 g, ou 91% do teor de água do peito da larva.
tabela 1
Mudando o estoque de ouriços na carpa branca atrás das pedras
Componentes comida coma |
1962 b. | 1963 b. | ||||||
VI | VIII | IX | V | VI | VIII | IX | XII | |
Vaga média costela, g |
58 | 182 | 381,5 | 455 | 350 | 597 | 523 | 359 |
vagabunda peito, g |
3,5 | 9,5 | 19,2 | 17 | 8 | 25 | 29 | 3,2 |
meio índice até % |
563 | 524 | 428 | 376 | 221 | 421 | 556 | 89 |
namorando abanos algas até ouriços vagi. seios, % |
7,3 | 2 | 46 | 14 | 7 | 1,4 | 1,6 | 0,3 |
Algas | ||||||||
Cianofita | 0,04 | 0,03 | 0,03 | 0,02 | 0,03 | 0,07 | 0,07 | 0,0003 |
Bacillariophyta | 0,001 | 0,02 | 8,02 | — | 0,06 | 0,03 | 0,02 | 0,0005 |
Euglenophyta | 0,26 | 0,10 | 2,54 | 1,82 | 0,28 | 0,16 | 0,03 | 0,0002 |
Protococo- ficeae |
0,005 | 0,01 | 0,05 | 0,40 | 0,07 | 0,04 | 0,03 | — |
Usyogo algas, g |
0,30 | 0,19 | 9,58 | 2,37 | 0,53 | 0,32 | 0,35 | 0,01 |
Zooplâncton, g | 0,06 | 0,007 | — | — | — | — | — | — |
continuação
Componentes comida coma |
1964 r. | 1965 r. | |||||
V | VII | VIII | X | 4 | VI | IX | |
Vaga média costela, g |
1450 | 1083 | 1680 | 2500 | 1377 | 3000 | 2866 |
vagabunda peito, g |
46 | 33 | 21 | 6 | — | — | 26 |
meio índice até % |
316 | 321 | 255 | 24 | 4,1 | — | 90,3 |
namorando abanos algas até ouriços vagi. seios, % |
46,2 | 29 | 8,7 | 0,08 | — | — | 4,4 |
Algas | |||||||
Cianofita | 22,2 | 9,60 | 1,60 | — | 0,03 | 0,001 | 2,34 |
Bacillariophyta | 0,05 | 0,01 | 0,03 | 0,002 | 0,01 | 0,004 | 0,015 |
Euglenophyta | 0,60 | 0,37 | 0,06 | — | 0,03 | 0,01 | 2,81 |
Protococo- ficeae |
0,05 | 0,05 | 0,01 | 0,003 | 0,003 | 0,02 | 0,02 |
Usyogo algas, g* |
23,5 | 10,1 | 1,62 | 0,005 | 0,04 | 0,04 | 5,91 |
Zooplâncton, g | 0,015 | — | — | 0,4 | 0,47 | — | — |
(* a refeição da comida Komi foi formada a partir de algas digeridas e partículas minerais)
É significativo que no espectro das larvas da carpa prateada, capturada na beira, os excrementos diatômicos forneciam em grande parte alimento para as mesmas algas euglenoicas e verde-azuladas.
No trato intestinal dos peixes capturados perto de Kvitna, o conteúdo de espécies de fitoplâncton era muito pobre, e a quantidade média de algas no coma larvar não excedeu em média 0,038 rublos. com colivanny em diferentes cópias de 0,011 a 0,064 esfregar. no vaso médio de peixes em 1317, o valor do zooplâncton no coma larvar durante esse período atingiu seu máximo - 0,047 rublos. A alga dominante no espectro alimentar da carpa prateada na primavera é a euglenova. Na grama, o número de espécies de algas no espectro de larvas da carpa prateada está aumentando visivelmente, e espécies como Scenedesmus quadricauda, S. bijugatus, S. arcuatus var. platydiscus, Crucigenia quadrata As protococas tornam-se uma parte invisível e dominam vários indivíduos. Boa biomassa na grama 1963 r. superou claramente as algas Euglenianas em média 1.824 rublos. principalmente para mariscos de espécies como Euglena acus, E. texta, E. oxyuris, Stromobmonas acuminata var. verrucosa, Trachelomonas intermedia, Phacus orbicularis entre. Algas Zagalna vaga perto de travni 1963 r. Nos intestinos, o peixe custava em média 2.371 rublos. ou 14% da água salgada do peito de larva com uma tigela média de peixe 455 esfregar. U travni nascido em 1964 O preço médio de um peito de larva era de 23.475 rublos. 46,2% de Yogo Zagaliy Vaga. É significativo que nos intestinos de vários exemplares a quantidade de algas atingiu 46.388 ou 91% do teor de água da larva. A quantidade de peixes nunca ultrapassou 1.500 rublos. Um importante grupo de algas perto da carpa ouriço perto da grama, 1964 r. marcadores azul-esverdeados, importantes Oscillatoria sp.., o preço médio foi de 22.237 rublos. com colivannies de 0,122 a 44,352 rublos. no peito da larva com o índice do intestino superior de acordo com Zenkevich 24-321 ‰. É razoável dizer que esse mesmo tipo de alga verde-azulada supera os ouriços da tília da mesma rocha. A quantidade máxima de água neste ano foi de 27 g, com um vaso profundo de algas no intestino 28 g e um vaso de peixe 1.800 rublos.
Nas cerejas, o número de algas no espectro de larvas das carpas prateadas é insignificante. Isto é explicado pelo facto de durante este período, como estabelecemos [Shalar, 1963], o desenvolvimento do fitoplâncton nas águas da Moldávia sofreu um declínio significativo, devido a alterações nos factores meteorológicos e hidrológicos. Nesse período, a parte principal do peito de larva consistia em partes e coberturas de mula. O lugar mais importante entre as algas do intestino da carpa prateada, apanhada no verme, foi ocupado Scenedesmus quadricauda, S. acuminatus, Coelastrum sphaericum, Cyclotella sp., Synedra ulna, vidi Euglena, Phacus, Trachelomonas, e os azuis esverdeados tornaram-se mais densos durante este período Oscillatoria sp. ta Merismopedia tenuissima. Todas essas espécies naquela época são dominantes nas taxas de fitoplâncton. Na tília, na foice e especialmente na urze, o fitoplâncton começa a desenvolver algas verde-azuladas maciças. Aphanizomenon flos-aquae E, como resultado, torna-se dominante nos peitos da carpa prateada. Assim, por exemplo, na primavera de 1965. Esta alga está repleta de Microcystis aeruginosa, como pode ser visto na mesa EU, situando a média em 2.338 rublos. e nos intestinos sua vaga atingiu 4.672 rublos. para o do meio 3.000 rublos. É claro que, ao contrário do que afirma R. A. Savina, nos corpos d'água que observamos, a carpa prateada come indiscriminadamente todos os tipos de algas que crescem no plâncton. Enormes espécies de fitoplâncton continuam a dominar o espectro de larvas de peixes que rastreamos. Não foi possível detectar a vibração das carpas prateadas nas espécies cantantes de algas, que dificilmente desaparecerão.
Durante o inverno, após precauções tomadas nos bebês nascidos em 1963, a quantidade de algas no intestino dos peixes não ultrapassou 10 mg. A diversidade de algas no espectro de abastecimento alimentar da carpa prateada durante o inverno tornou-se quase impossível de ver: Lobomonas denticulata, Cyclotella sp., Trachelomonas sp. ta Oscillatoris sp. É significativo que o fitoplâncton nestas taxas seja extremamente pobre, e as informações aqui parecem ser características deles durante este período.
Assim, as mudanças no espectro alimentar das carpas prateadas ao longo das estações residirão em grande parte nas mudanças sazonais nas taxas de fitoplâncton. Esta posição também é confirmada por uma alteração no índice de superfície, que durante o período de desenvolvimento do fitoplâncton atinge valores máximos ( mesa 1). E o facto de a carpa prateada branca se alimentar de todos os tipos de algas que crescem no plâncton revela o amplo potencial de distribuição destas valiosas espécies de peixes nas águas da Moldávia, cujo fitoplâncton é rico em límpidos e sóbrios.
Lista de organismos encontrados nos intestinos da carpa prateada e centenas deles
nomeie os organismos | conheceu chá- vingança % |
nomeie os organismos | conheceu chá- vingança % |
Cianofita |
Protococofíceas |
||
Daclylococcopsis irregularis GM Smith |
2 | Schroederia setigera (Schroed) Lemm. |
51 |
Merismopedia tenuissima Lenim |
37 | Sch. espiral (Printz) Korschik. |
2 |
Micricystis aeruginosa Kütz. |
22 | Lambertia ocellata Korschik. | 2 |
M. pulverea (Madeira) Forti |
7 |
Pediastrum boryanum |
7 |
Gomfosfaeria lacustris Chod |
14 | P. duplex Meyen | 4 |
Aphanizomenon flos-aquae |
40 |
Tetraedro caudado |
4 |
Oscillatoria sp. | 100 | T. minutissimum Korchik | 4 |
Romeria leopoliensis (Racib.) |
2 | T. bigorna (Teiling) GM Smith. |
2 |
Bacillariophyta |
Oocystis borgei Neve | 4 | |
Melosira granulata (Ehr.) Ralfs |
2 | Oocystis sp. | 24 |
Melosira sp. | 2 |
Anquistrodesmo |
20 |
Cyclotella meneghiniana Kütz |
90 | A. acicularis (A. Br.) Korschik. |
40 |
Synedra actinastroides Lemn |
2 | A. arcuatus Korschik. | 33 |
S. ulna (Nitzsch) Ehr. | 9 | A. Angustus Nascido. | 61 |
Roicosfenia curvata (Kütz.) Grun. |
2 | A. falcatus (Corda) Ralfs | 4 |
Navícula sp. | 20 | Reto de hialorafídio Korschik. |
15 |
Pinnularia sp. | 2 | H. contorlum Pasch. et Korschik. |
4 |
Caloneis anfisbena |
2 |
H. contortum var. |
4 |
Girosigma sp. | 2 |
Kirchneriella obesa (Oeste) |
20 |
Nitzschia acicularis W. Sm. | 4 | K. lunaris (Kirchn.) Moeb. | 9 |
N. reversão W. Sm. | 3 | Dispora crucigenioides Imprimir. |
2 |
Nitzschia sp. | 50 |
Dictiosphaerium |
11 |
Surirella ovata Kütz. |
14 | Coelastrum sphaericum Naeg. |
13 |
Crisófita |
C. microporum Naeg. | 16 | |
Goniochloris fallax Fott |
7 | Crucigenia apiculala Schmidle |
15 |
Pirrófita |
C. fenestrata Schmidle | 15 | |
Glenodínio sp. | 4 | C. tetrapedia (Kirch.) W. e W. |
37 |
Euglenophyta |
C. quadrata Morren | 4 | |
Trachelomonas volvocina |
2 |
Tetrastro |
4 |
T. intermedia Droga. |
31 | T. glabrum (Roll) Ahlstr. ef Tiff. |
13 |
T. abrupta Swir. |
19 | Actinastrum hantzschii var. Schroed fluvial. |
9 |
T. planctonica Swir. |
29 | A. hantzschii var. gracioso Rolar |
33 |
T. rolo assimétrico. |
15 | Cenadesmo oblíquo (Turp) Kütz. |
7 |
T. bernandinensis |
4 | S. acuminatus (Lagerh.) Chod. | 64 |
Trachelomonas sp. |
80 |
S. acuminatus var. biseriatus Reinh |
23 |
Strombomonas acuminata var. verrucosa Teod. |
15 | S. acuminatus var. alongatus Smith | 7 |
S. deflandrei (Rolo) Defl. | 2 | S. bijugatus (Turp.) Kütz. | 33 |
S. fluviatilis (Lemm.) Defl. | 11 | S. arcuatus var. platydiscus Smith. | 7 |
S. Treabii (Wolosz.) Defl. | 2 | S. apiculatus (W. e W.) Chod | 2 |
Euglena polymorpha Droga. | 2 | S. brasiliensis Bohl | 2 |
E. spathirhyncha Skuja | 4 | S. quadricauda (Turp) Breb | 73 |
E. texta (Duj.) Hübner | 24 |
S. quadricauda var. eualternans Proschk. |
2 |
E. vermicularis Prosch.- Lavr. |
2 | S. opoliensis Richt | 9 |
E. acus Ehr. | 73 | S. opoliensis var. alatus Deduss. | 2 |
E. oxyuris Schmarda | 25 | S. protuberans Fritsch. | 17 |
Euglena sp. | 40 |
Desmidiais |
|
Lepocinclis óvulo (Ehr.) Vison. |
2 | Closterium acicularis | 2 |
Lepocinclis sp. | 7 | Closterium sp. | 26 |
Phacus curvicauda Swir. |
22 | Cosmário sp. | 2 |
Ph. Arnoldii Swir. | 29 |
Rotatória |
|
Phacus pleuronectes (Ehr.) Duj. |
4 | Brachionus angularis | 4 |
Ph. orbicular de Hubner | 29 | B. bennini | 2 |
Ph. longicauda (Ehr.) Duj. | 4 | Keratella cochlearis | 2 |
Ph. longicauda var. Tortus Lemm. | 9 | Lecane sp. | 2 |
Faco sp. | 33 | Colurela adriática | 7 |
Volvocifíceas |
Asplanchna sieboldi | 2 | |
Lobomonas denticulata Korsch. |
4 |
Ciclopidae |
|
Phacotus coccifer Korsch. | 11 | Ciclope Náuplios | 9 |
Pandorina morum (Müll.) Bory |
4 | Estágio copyopidite do Ciclope | 15 |
Cladócera |
Acanthocyclops vernalis | 11 | |
Dáfnia juvenil | 2 | Ciclope vicinus | 11 |
Moina Dubia | 2 | Paradiptomus alluaudi | 4 |
Leydigia leidigii | 2 | ||
Alona sp. | 2 | ||
Chydorus sphaericus | 2 |
LITERATURA
Zelenin A. M., Naberezhny A. I. Antes de alimentar a carpa herbívora (Ctenopharyngodon idella Vab) e a carpa prateada (Hypophtalmichthys molitrix Vab.) na Moldávia. Recursos biológicos de água na Moldávia, 1962.
Savina R. A. Colheita da carpa branca. No sábado: desenvolvimento de peixes portadores de algas em Ribogospodarsk. M., 1966.
Saxena R. A. Algoflora da Fazenda Estadual do Rio Kalgan-Chirchik e o abastecimento alimentar da carpa prateada extrema. Autor. Ph.D. dissertação, 1965.
Shalar V. M. Características do desenvolvimento do fitoplâncton no reservatório Dubossary. Resumo do doutorado. dissertação, 1963.
© 1970. Os direitos autorais do artigo pertencem a V.M. Shalar, A.M. Zelenin, A.I. Naberezhny, N.I. Yalovitsky (Instituto de Zoologia, Academia de Ciências da RSS da Moldávia).
É permitida a reprodução e cópia do artigo mediante orientação do autor e instruções enviadas à página, |
Algas planctônicas (fitoplâncton)
O fitoplâncton é uma coleção de algas minúsculas, em sua maioria microscópicas, que flutuam livremente na água. Este é o principal grupo ecológico de algas que produz água orgânica primária, sem a qual é impossível detectar toda a vida em um corpo d'água. Durante o processo de evolução, as algas planctônicas desenvolveram estruturas baixas que lhes permitiram permanecer perto da água por muito tempo. Nas algas planctônicas, que não possuem flagelos, o aumento da flutuabilidade é alcançado pela forma significativa e uniforme do corpo e pela presença de várias estruturas e apêndices, cerdas, apêndices córneos, perretinok ta in. Outras formas de algas planctônicas são representadas por colônias planas ou vazias, que são claramente visíveis como limo. Muitas algas se acumulam no clímax do rio com menos de um alimento (por exemplo, gordura, óleo) ou criam vacúolos gasosos. Uma das características das algas planctônicas, que lhes permite existir nas águas comuns de uma determinada área, são os diferentes tamanhos corporais. Devido ao seu tamanho menor e, portanto, pequena massa, as algas planctônicas não afundam tão rapidamente com a água.
Algas planctônicas pairam em corpos d'água de grande altitude, como lagos, bacias de drenagem e pequenos lagos. O fitoplâncton típico é especialmente característico de grandes massas de água.
Dependendo do seu tamanho, as algas fitoplanctônicas são divididas em meso, micro e nanoplâncton.
Algas de 1 a 5 mm de tamanho são transportadas para o fitoplâncton mesoplanctônico. Este é um grupo incontável de organismos coloniais. Esferonostoque Kihlmani entre.). Algas com tamanho corporal de 50 µm a 1 mm atingem o grupo dos organismos microplanctônicos. Organismos nanoplanctônicos cobrem o corpo com tamanho inferior a 50 mícrons. Ao coletar amostras de uma camada planctônica, o mau cheiro passa facilmente pelo tecido seco.
No plâncton de água doce, a maior diversidade é encontrada em verdes, diatomáceas e cianos. Entre os verdes, as espécies (espécies) Volvox unicelulares, cenobiais e coloniais estão claramente representadas. Chlamydomonas, Gônio, Pandorina, Eudorina, Volvox) e Chlorococcus (espécies do rio Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus etc.). Representantes característicos de algas diatomáceas no plâncton são espécies de copas Melosira, Fragilária, Tabelária, Asterionela, Ciclotela. Zians freqüentemente e claramente se formam como plancteria. Microcistis, Anabaena, Afanizomenon, Gloeotriquia entre. Das formas flageladas do plâncton de água doce, os dinófitos primários - Cerácioі Peridínio; Dos dourados - tipos de copas Dinobryon, Mallomonas, Uroglena, Synura entre.; de euglenóides - tipos de copa Traquelomonas, Faco, Euglena E os restos se desenvolvem claramente em outros corpos d'água, que aquecem bem.
Em águas moles de águas pantanosas e águas pantanosas, desenvolve-se o número de representantes da desmidea: tipos de copas Clostério, Cosmário, Euastrum, Estaurastro, Micrasterias, Xantídio, Desmídio entre.
Quase 1.000 espécies de algas planctônicas foram observadas em vários corpos d'água e cursos de água da Bielorrússia.
A composição de espécies do fitoplâncton e seu número variam em diferentes corpos d'água e podem ser encontrados em um corpo d'água em momentos diferentes, situando-se entre a totalidade dos funcionários ricos. Os mais importantes são a luz, a temperatura e as condições químicas, bem como os factores antropogénicos. Resta, em alguns casos, levar ao esgotamento do fitoplâncton, em outros – a um aumento significativo na sua produtividade. Quando um grande número de riachos biogênicos entra na água, ocorre um desenvolvimento turbulento de algas planctônicas, que transformam a água em verde, azul esverdeado e outras cores. Esse fenômeno deu origem ao nome “cor” da água, já que 1 litro de água contém milhões de células de algas planctônicas. Como resultado de sua distribuição massiva, pode-se observar uma inundação de água e outras substâncias tóxicas que podem levar à morte de zoocenoses pela água. Devem ser tidos em conta os vestígios e aqueles em que as substâncias tóxicas parecem ser causadas por diversas algas (por exemplo, espécies Microcistis) no processo de sua vida.
O efeito da iluminação como agente ambiental manifesta-se claramente na divisão vertical do fitoplâncton. Nos lagos, por exemplo, as algas planctónicas permanecem na superfície da água, mas podem desenvolver-se a uma profundidade de 10-15 m. Algas que são capazes de se desenvolver até que a vegetação se torne mais brilhante. Então, as algas das copas Microcistis, Anabaena, Afanizomenon Apenas as claras da superfície da água se desenvolvem na massa. Mensh são capazes de atingir algas diatomáceas leves. A maioria deles, nas águas rasas do lago e nas bacias de drenagem, desenvolve-se mais intensamente a uma profundidade de 2–3 m.
O fator temperatura também é um dos fatores mais importantes que afetam o fitoplâncton. Existem espécies que se desenvolvem com menos frequência em corpos d'água de água fria; Você pode ver como é ver águas com água morna. Existem muitas algas em edifícios onde se pode viver perto das águas, onde a variação de temperatura do Kolivan é ainda maior.
Como a temperatura ideal em várias espécies de algas planctônicas não é mantida, há uma mudança no padrão das estações das espécies (sucessão sazonal). O ciclo vegetativo do fitoplâncton começa em Birch-Kvitna. Neste momento, os plankters em massa têm flagelados diferentes. Cromulina, Criptomonas, o número de espécies de diatomáceas de água fria está aumentando – Melosira, Diatoma. Durante a outra metade da primavera, o complexo de diatomáceas de água fria desenvolve-se rapidamente. O influxo parece ser de diatomáceas de água moderadamente quente – Asterionela, Tabelária, As algas verdes e azul-esverdeadas desenvolvem-se mais intensamente. Na outra metade do verão, as algas verde-azuladas e verdes atingem seu máximo desenvolvimento, o que pode causar “coloração” da água. As diatomáceas durante o período incluem representantes de copas de água quente Fragiláriaі Melosira granulado. Na primavera, as diatômicas de água fria, juntamente com as algas verde-azuladas, começam a se desenvolver mais intensamente, e continuarão a se desenvolver.
A água natural contém vários compostos químicos necessários para o desenvolvimento do fitoplâncton. Os mais importantes são os sais minerais (elementos biogênicos). Dos sais minerais no desenvolvimento do fitoplâncton (e das algas), surgem os sais necessários de nitrogênio e fósforo. Como regra, em áreas aquáticas claramente não há spoluk suficiente. Os elementos da alimentação das algas incluem saliva e cálcio. As algas gananciosas são ricas em diatomáceas e desmidiums. O silício é necessário para moldar a casca das diatomáceas. Magnésio, potássio e enxofre também são elementos essenciais para as algas, mas a água sempre os contém em quantidade suficiente.
As algas planctônicas são os principais e muitas vezes os únicos produtores de matéria orgânica primária, necessária para a sobrevivência de todos os seres vivos nos corpos d'água. As algas planctônicas participam ativamente da autopurificação da água. Mulas, sapropels e outros depósitos são formados a partir de algas planctônicas submersas. Algas planctônicas se formam como indicadores de obstrução da água. O fedor pode ser fonte de proteínas, vitaminas e pomares para muitas indústrias.
Neuston
Algas friccionais e criaturas que permanecem perto da zona de fluxo superficial de água são transportadas para o neuston. O epineuston é dividido em organismos que vivem acima do fluido superficial, e o hiponeuston é o organismo que se liga ao fluido superficial abaixo.
Na maioria das vezes, os organismos neuston podem ser encontrados em outros corpos d'água (perto de Kalyuzhs, valas, taxas) em clima calmo. Representantes de vários grupos sistemáticos entram no armazém Neuston: Golden Waters ( Cremastocrise, Cromulina), Evglenovi ( Euglena, Trachelomonas), Zeleni ( Chlamydomonas, Cremastocloris, Nautococo), Zhovtozeleni ( Botridiopsis).
Durante o processo de evolução, muitas algas neuston criaram dispositivos especiais para dispersá-las na superfície da superfície. Tais dispositivos incluem, por exemplo, coletores de muco e trajes de banho.
As cunhas dessas algas geralmente se projetam mais da metade acima da superfície da água devido ao fato de que suas membranas são prejudiciais à umidade. Quando está ventando, as tábuas podem ficar completamente enraizadas na água, mas quando o vento está muito forte, os bulbos de vento explodem em chamas, fazendo com que o vinho flutue para a superfície.
Em vários episódios de algas neuston, as camadas se desenvolvem intensamente, cobrindo a água com uma espessa camada de líquido.
Algas bentos (fitobentos)
As algas bentônicas podem ser alcançadas pelas mesmas formas que crescem no fundo da água. As algas bentônicas assentaram-se antes de secar em vários objetos submersos na água, bem como em organismos vivos e mortos localizados perto da água. Essas formas de algas que entram no grupo de acumulação são às vezes vistas como algas perifíton.
As algas mais importantes do bentos são diversas algas verdes, carofíticas, diatômicas, azul-verdes e amarelo-verdes.
De algas verdes em corpos d'água de diferentes tipos, os tipos de copa são frequentemente condensados Cladófora, Rizoclônio, Oedogônio, Ulotrix, Estigeoclônio, Draparnaldia Este é o talo do cladóforo, que é duro em ponto, chamado de arbusto verde escuro. O talo do rizoclônio é composto por fios ligeiramente macios e às vezes não gelificantes. Ambos os representantes podem ser absorvidos pelo substrato e produzir espaços lamacentos duradouros. O talo do edogônio é representado por fios macios e ininterruptos com taças, às vezes ovogônias esféricas e células fracionárias - anterídios. Ulotrix pode ser visto na aparência de grama verde brilhante que se dobra em fios e não se torna sedosa. Ela cresce em vários substratos duros localizados próximos à superfície da água. No aparecimento de pequenos tufos mucosos que se fixam nas raízes submersas de crescimentos e outros substratos, pode-se detectar estigeoclônio e draparnaldia.
Os maiores tálamos com desmembramentos dobráveis são influenciados por algas químicas. Hara e nitella são freqüentemente encontrados em lagos e rios com fundo lamacento na aparência de chagarniks densos.
No fundo da água, várias algas diatomáceas se formam com frequência e com frequência - Pinularia, Navícula, Girosigma, Cimatopleura, Diatoma, Fragilária entre.
Das algas verde-azuladas, as formas bentônicas são a classificação principal Oscilatória, Lyngbya, Formidium, Nostoc. Partes de algas verde-azuladas que cobrem o fundo com água ligam-se e compactam o substrato. Nesse substrato é mais fácil para outras algas bentônicas se estabelecerem e crescerem. Nas algas verde-amareladas, as formas bentônicas freqüentemente se desenvolvem Vauchériaі Tribonema. Na primeira, a cintura é composta por fios grossos levemente gelificados e sem divisórias, na outra - por fios septados e sem rosca.
Das algas que parecem fios não presos ao substrato, que se desenvolvem em rios, valas e outros pequenos corpos d'água, bem como próximo à zona costeira de grandes lagos e reservatórios, é significativo Espirogira, Zignema, Mougeótia, Oscilatória, Lyngbya. Junto com eles, nesses mesmos locais de residência, uma variedade de algas diatômicas estão amplamente representadas.
Partes de algas geralmente formam grandes membranas mucosas que flutuam na superfície da água durante o dia e afundam à noite. A tonalidade verde brilhante é característica das algas Zignema, verde-marrom - para o ciano.
Próximo ao litoral dos rios, em valas, córregos, riachos, onde a água contém muita água contendo nitrogênio, desenvolve-se Hidrodição reticulatum. Essa alga possui uma malha que chega a 1,5 m por vez.
No fundo de águas rasas e águas estagnadas, no meio de matagais de chagarka e algas filamentosas, muitas vezes se desenvolvem algas unicelulares não fixadas ( Z clorococo, Hipnomonas, Clostério, Cosmário ta in), valioso ( Cenadesmo, Pediastro ta in), formas coloniais mucosas ( Tetráspora, Glo eocloris entre.). Todo o fedor não implica uma adesão especial ao modo de vida inferior. Ações deles ( Cenadesmo, Pediastro) є formas opcionalmente bentônicas e opcionalmente planctônicas.
O crescimento de algas bentônicas como organismos fototróficos requer luz. Em reservatórios com diferentes graus de clareza da água, as algas bentônicas se distribuem verticalmente de diferentes maneiras. No entanto, a esfera superior é povoada por algas verdes claras mais poderosas. As esferas mais baixas são povoadas por diatomáceas. São saprotróficos típicos que podem viver em profundidades profundas, cavando no topo da mula e na areia.
O desenvolvimento intensivo de algas bentônicas ocorre próximo a rios e córregos, resultando em constante mistura de água. Nessas áreas de algas, a água contém mais acidez e riachos biogênicos (vivos). Portanto, as algas bentônicas, que se desenvolvem nos esgotos da água, superam as vantagens de nível com as algas, que vivem próximas a corpos d'água estagnados. Corpos d'água com profundidades rasas, fluxo fraco de água e solos duros onde se depositam excedentes orgânicos são muito favoráveis para a residência de algas bentônicas.
Algas Perifíton
As algas perifíton incluem algas que crescem em vários organismos vivos (algas aquáticas grossas, pequenas algas, criaturas aquáticas) e na superfície de vários substratos sólidos, tanto artificiais (palmeiras, cais, terra, carne, etc.) como subaquáticos. tocos enterrados em água; folhas mortas de árvores e folhas de chá, etc.). As algas perifíton são removidas do fundo e, de acordo com as formas do fundo, vivem em diferentes regimes de luz, temperatura e tróficos. Eles se fixam ao substrato com a ajuda de órgãos especiais (sola, pé, membranas mucosas) ou da superfície mucosa do degelo.
O armazém do perifíton inclui algas de vários grupos sistemáticos, que são controlados por representantes da espécie Clorófita, Cianofita, Bacillariophytaі Xanthophyta.
Z vidilu Z clorofita os tipos mais familiares Ulotrix, Oedogônio, Afanoqueta, Characium. Representantes do Veddilu aparecem frequentemente no ambiente Cianofita (Oscilatória, Lyngbya, Rivulária, Gloeotriquia), que são fixados em substratos subaquáticos para obter muco adicional. Ampla e claramente como as algas perifíton são representadas Bacillariophyta: Gomfonema, que adere ao substrato com auxílio de mucosas ou cordões; Navícula O que pode estar presente na mucosa ou vivo nos tubos mucosos; Coconeis, que se ajusta perfeitamente ao substrato com a cadeira inferior. Z Xanthophyta como os tipos de dossel se tornam mais comuns no perifíton Vauchéria, Tribonema, Heterococo.
O substrato mais palatável para algas perifíton são os fios Cladófora, Vauchéria, Oedogônio. Nos fios de limo, o conjugado e as algas não se desenvolvem.
Uma série de espécies de algas perifíton ( Tetráspora, Characium, Apiocystis e também) instala-se em substratos altamente densos em nutrientes. Є representantes com especialização estreita no substrato (por exemplo, Heterococcus mucícola se desenvolve em muco Coleoqueta pulvinata).
As algas perifíton, juntamente com outros organismos que criam condições ambientais, desempenham um papel importante na convivência com a água. O fedor da produção orgânica da fala, alimento para criaturas aquáticas, é usado como indicador da acidez da água. Este é um biofiltro natural com água. Seu papel negativo reside no fato de que fedores podem ser detectados em reservatórios de água, tubulações, e também causar crescimento em objetos importantes e outros, como momentos difíceis perto da água.
Algas terrestres e aerófitas
Eles hesitam em tigelas de água em vários substratos duros, afiados na superfície. Portanto, também são chamadas de algas ventosas. Os substratos típicos para eles são cascas de árvores, parques de madeira antigos, dakha budinki e pedra.
As zonas húmidas destas algas são caracterizadas por mudanças frequentes de temperatura, chuvas de curto prazo, nevoeiro e orvalho. Não afetadas pelas mentes hostis da vida, as algas terrestres muitas vezes se desenvolvem em alta velocidade, formando sedimentos, coalhadas e líquidos semelhantes a pó ou muco na superfície dos substratos.
Dos dispositivos adaptativos dos aerófitos às mentes hostis da vida, há um forte espessamento das paredes do cliente; diluir os resíduos de muco para que a água possa ficar encharcada por muito tempo; acúmulo de grande quantidade de lipídios nas células; facilidade de desintegração do tálamo durante a propagação vegetativa no tecido circundante.
Antes dos assentamentos hostis baseados em terra, viver era apenas uma questão de dezenas de algas marinhas. Existem literalmente centenas de espécies. Todos os fedores são de dimensões microscópicas. Entre eles estão unicelulares, coloniais e alguns, a maioria verdes e azul-esverdeados, com menor probabilidade de serem representantes de algas diatomáceas.
Faça algas verdes crescerem na casca das árvores. Eles são visíveis em todos os lugares e claramente Pleurococoі Trentepólia. O primeiro cria uma camada verde brilhante nas bases dos troncos, o outro dá aos troncos uma cobertura semelhante a um verme. Essas mentes podem ser tensas por outras algas verdes – Clorela, Clorococo, Stichococcus.
As algas que se instalam nos musgos são menos visíveis. A nata das algas verdes, nos musgos há diatomáceas, verde-amarelo e verde-azulado.
Algas terrestres ou edafofílicas
As algas do solo se acumulam tanto na superfície do solo quanto no solo, em uma bola superficial de vários centímetros. O solo, como local de origem, é caracterizado por variações no teor de umidade e temperatura. A superfície do solo sofre forte insolação, as bolas de solo precisam ficar mais profundas - não o tempo suficiente, ou a luz estará completamente ausente. Na superfície do solo, as algas são fototróficas, enquanto no solo as algas são consumidas como saprotróficas.
O núcleo do solo pode ser visto como um núcleo que ocupa uma posição intermediária entre o núcleo do vento e da água. É através do solo que muitas algas passam para o modo de vida terrestre.
Quase 2.000 espécies de algas terrestres foram identificadas. O maior número deles é azul esverdeado e diatômico. É aconselhável sacrificar os verdes amarelos a eles. Ocasionalmente, áureos, euglenoves e dinófitos são comuns.
Muitas algas subterrâneas criam muco, que protege as células do ressecamento e de temperaturas extremas. A alta resistência ao influxo de fatores desagradáveis na água média se deve à alta viscosidade do citoplasma e à alta concentração de suco de celulose.
Na superfície do solo, especialmente ao longo das bordas do kalyuzh, ele geralmente fica irregular Botrídio. Em áreas sombreadas e úmidas, algas verdes podem se desenvolver no solo. Estigeoclônio, teor de água verde-amarelo Vauchéria, bem como em um corpo semelhante a uma palmela com células únicas Chlamydomonas, Mesotênio. Em solos fortemente contaminados com poluentes de amônio, o crescimento de placas verdes é frequentemente aquoso Prasiola. Nestes locais de residência, podem desenvolver-se algas verde-azuladas (por exemplo, Formídio) e também são chamadas de algas nitrófilas.
Para algas terrestres típicas devem ser trazidas Clorococo humicola, Bumilleria sícula, ver Botridiopsis, Pleurocloris magna, Monodus acuminada, Heterotrix exílio, Navícula mutica, Pinularia boreal, Hantzschia anfioxise.
Existem diferentes métodos de coleta e tratamento de algas. Isto se deve tanto à semelhança ecológica e morfológica de representantes de diversos ramos e grupos ecológicos, quanto à diversidade de objetivos e abordagens para o seu desenvolvimento. Aqui é impossível dar mais detalhes sobre todos os métodos de extração de água, principalmente os silenciosos, que visam atingir objetivos especiais. Portanto, nesta seção focaremos nos métodos de coleta e inoculação de algas em águas continentais para fins de estudos florístico-sistemáticos e hidrobiológicos.
Devido ao fato de a maioria das algas possuir dimensões microscópicas, geralmente é possível detectá-las com um olhar imparcial em processos naturais, via de regra, só é possível à mente um desenvolvimento em massa, o que exige uma mudança no processo de fermentação. de água. para: água, solo ou outro substrato (“cor” da água, “cor” do solo e in.). A quantidade de algas não é tão significativa; Na coleta de material, o rastreamento deve ser realizado nesse caso, se a investigação mais importante do substrato não permitir que sejam marcados com o olho desprotegido.
Métodos de amostragem de fitoplâncton
A escolha do método de coleta de amostras de fitoplâncton depende do tipo de reservatório, do estágio de desenvolvimento das algas, da tarefa de investigação, da disponibilidade de equipamentos, etc. . No entanto, na maioria dos casos, os diferentes métodos de concentração direta de microrganismos estagnam. Um desses métodos é filtrar a água através de membranas planctônicas de várias estruturas (Fig. 7.1).
Pequeno 7.1. Medidas planctônicas: 1-3 – Medidas de Apshtein; 4 – Bainha burguesa; 5 – copo antes; 6 - moldura cilíndrica “zepelin”
A malha de plâncton é formada por um anel de latão e uma peneira costurada na extremidade a partir de uma peneira de náilon ou náilon nº 77, que contém malha 5.929 por 1 cm 2 . O diagrama do enrolamento cônico para a fronteira do plâncton é mostrado na Fig. 7.2. A estreita abertura de saída do saco em forma de cone está firmemente fixada à garrafa, o que leva a um tubo visível, fechado com torneira ou selo Mora. Ao coletar água da superfície do plâncton, abaixe a malha de plâncton na água de modo que a abertura superior da malha fique 5 a 10 cm acima de sua superfície. Usando uma tigela de litro, retire a água da bola superficial (até 15-20 cm de profundidade) e despeje no espaço, filtrando assim 50-100 litros de água. Em grandes massas de água, amostras de plâncton são retiradas da superfície. Neste caso, recomenda-se puxar a cerca de plâncton por uma corda fina atrás da superfície que está desmoronando, com comprimento de 5 a 10 min.
Para coleções verticais de plâncton, use barreiras de design especial. Em pequenos reservatórios, amostras planctônicas podem ser coletadas na costa caminhando passo a passo na água, recolhendo cuidadosamente a água com um copo à sua frente e filtrando-a através de uma medida, ou lançando uma medida em um fio fino no água e puxando-a com cuidado. Terminada a recolha do plâncton, enxaguar a malha de plâncton, baixando-a uma vez em água até ao anel superior para retirar as algas que se acumularam na superfície interna da malha. A amostra de plâncton é concentrada de tal forma que fica em um recipiente de plâncton e despejada através de um tubo visível em uma jarra ou tigela preparada no fundo. Antes da colheita da espiga e após terminar a coleta das amostras, é necessário enxaguar abundantemente e, após terminar o trabalho, secar as camadas em uma capa especial. Freqüentemente, as amostras de plâncton podem ser cultivadas em estado vivo ou fixo.
Para obter uma imagem clara do fitoplâncton, selecione amostras do solo. Este método pode ser usado para coletar amostras e medir a quantidade de água filtrada através da água e da amostra coletada. No entanto, é necessário coletar amostras de uma grande quantidade de fitoplâncton usando dispositivos especiais - batômetros de diferentes designs (Fig. 7.3). Amplamente estagnado na prática, tendo retirado o batômetro do sistema Rutner (div. Fig. 7.3, 1). A parte principal é um cilindro, feito de metal ou plexiglass, com capacidade de 1 a 5 litros. Ajuste as tampas superior e inferior para fechar bem o cilindro. Abaixe o batômetro na água usando as tampas fechadas. Quando a profundidade necessária é atingida, devido ao forte esmagamento do carretel, as tampas são fechadas, as aberturas do cilindro são fechadas e o cilindro é puxado para a superfície quando fechado. Encho os cilindros com água pelo cano, com torneira, e despejo no recipiente preparado.
Ao inocular o fitoplâncton das esferas de água superficial, as amostras são coletadas colocando água em um recipiente. Em corpos d'água com fitoplâncton pobre, é importante coletar amostras com volume de pelo menos 1 litro paralelamente à amostragem de margem, o que permite capturar numerosos objetos uniformemente grandes. Em corpos d'água ricos em fitoplâncton, o volume da amostra ácida pode ser alterado para 0,5 l ou até 0,25 l (por exemplo, com água “colorida”).
A concentração de amostras sólidas de fitoplâncton pode ser feita por dois métodos, que fornecem aproximadamente os mesmos resultados - sedimentação e filtração. A condensação das amostras pelo método de precipitação é realizada após sua fixação prévia e permanência em local escuro por 15-20 dias, espremendo a bola intermediária de água com um tubo de vidro, cuja extremidade é retirada Use uma peneira nº 77 próximo as bolas, e o outro se conecta a uma mangueira de goma. O exame deve ser realizado com muito cuidado e cuidado, para não permitir que o cerco seja rompido e a superfície da bola fique exposta. A amostra fica assim espessada e, uma vez morta, é transferida para um recipiente menor.
Ao condensar amostras pelo método de filtração, utilize filtros “frontais” e, se necessário (já que o tamanho dos organismos planctônicos é muito pequeno), utilize filtros bacterianos. Neste caso, as amostras de água não são fixadas previamente e o fitoplâncton é coletado de organismos vivos. Para garantir a preservação adequada do filtro, fixe-o no centro.
Métodos de coleta de amostras de fitobentos
Os métodos usuais de coleta de amostras de fitobentos envolvem a coleta de algas, que são colocadas na superfície dos solos e depósitos de fundo, neles (profundidade de até 1 cm) e em uma bola de água de fundo específica com espessura de 2-3 cm. e é suficiente que o estoque de espécies de fitobentos seja atraído para a superfície das inserções do solo. Em águas rasas (até 0,5-1,0 m de profundidade), você pode pegar outro tubo de ensaio ou sifão abaixado até o fundo - uma mangueira de goma com tubos de vidro nas extremidades, na qual o rolo de repolho é embebido (Fig. 7.4, 1 ). Em grandes profundidades, as amostras são coletadas por meio de peneira ou garrafa presa a um bastão, bem como com ancinhos cortados, “tripas”, dragas, dragas, bombas de sucção, que são as mais simples em uma bomba de sucção preparada e manual (Fig. 7.4, 2) . A parte principal deste dispositivo é um tubo em forma de U com extremidades irregulares. Um tubo fino de metal é conectado à extremidade curta do tubo, até que uma longa mangueira húmica seja conectada à extremidade longa. Nesta extremidade do tubo em forma de U, atrás de uma rolha húmica, é fixado um frasco de gargalo largo. Uma haste é presa à extremidade longa e aberta do tubo. O acessório atrás da bobina é baixado até o fundo do reservatório de água, onde, sob a influência da água, a extremidade longa do tubo em forma de U corta a concha inferior; Depois disso, a extremidade da mangueira de goma, que fica na superfície, é pressionada no lugar, permitindo que o vento saia, e a mula é forçada para dentro do frasco pela outra extremidade do tubo. Em seguida, o utensílio é puxado para a superfície e, em vez dos potes, transferido para o preparo para testar os pratos. Para coletar grandes amostras de fitobentos, use um microbentômetro Volodymyrivna. A parte principal é um tubo de latão de 25 a 30 cm de comprimento e diâmetro interno de 4 a 5 cm, sobre um suporte para cobrir a área do corte interno do tubo. Na extremidade superior deste tubo existe uma bucha com tampa em forma de cone, na qual deve encaixar hermeticamente a tampa-válvula moída (Fig. 7.5). Um tubo com tampa aberta em uma haste de madeira desmontável é baixado até o fundo e a extremidade inferior afiada é cortada no solo do fundo em alguns centímetros. Depois de puxar o carretel preso à ponta forte do barbante, feche a manga superior com a tampa do tubo, após o que o acessório é cuidadosamente puxado para a superfície. Quando o tubo sai da água, o orifício inferior do tubo é bem fechado para evitar que a terra caia. Depois de abrir a tampa, despeje cuidadosamente as bolas de água de cima perto dos copos até que o kalamut apareça. Derramo uma porção de água no mar para vingar o plâncton. A água que fica no cano, ou a terra, é fácil de esmagar e transferir dos preparos para os pratos de teste, tendo previamente congelado o seu volume. Microbentômetro Volodymyrovy portátil em profundidades de 2,0-2,5 m.
Pequeno 7.4. Equipamento para coleta de amostras de fitobentos: 1 – sifão; 2 - Bomba de sucção Perfilyeva; 3 - garrafa para mulu; 4 - tsebro para mulu; 5 – ancinhos; 6 - "intestino"
Um modelo mais completo de microbentômetro, que permite coletar amostras de qualquer tipo de argila, foi desenvolvido por V. S. Travyanok e L. V. Evdokimova (Fig. 7.5). O microbentômetro Travianko e Evdokimova consiste em um tubo de 30-35 cm de comprimento e diâmetro interno de 5-6 cm, fixado na parte superior com uma válvula estabilizadora de operação automática. Em um motor silencioso, abaixe o tubo com a válvula fechada na posição vertical sobre a lateral do barco. Sob a ação da válvula fixada na conexão, o tubo corta o fundo, onde a válvula fecha hermeticamente a abertura superior. Para obter ajuda adicional, os motores giram o acessório na superfície; Quando a água sai, a abertura inferior do tubo é completamente fechada. Em seguida, a bola superior de água é despejada ao mar através do tubo barril, e o tubo, que contém o monólito com solo e excesso de água, é desenroscado do estabilizador com caixa de válvula, drenado e congelado, e a amostra é transferida para o pratos preparados para isso.
Métodos de amostragem de perifíton
Para testar o armazenamento específico do perifíton, depósitos na superfície de vários objetos subaquáticos (seixos, brita, pedras, caules e folhas de plantas aquáticas altas, conchas de moluscos, partes de madeira e concreto de esporos hidráulicos, etc.) são removidos antes usando uma faca básica ou raspadores e colheres especiais (Figura 7.6). No entanto, com este gine existem muitos organismos diferentes. Alguns deles são carregados por correntes de água, os órgãos (organelas) presos às algas ao substrato entram em colapso, a imagem da colocação mútua dos componentes da biocenose é destruída. Portanto, é melhor coletar as algas imediatamente do substrato, que é cuidadosamente ou frequentemente puxado com cuidado para a superfície da água, para que a corrente não leve embora as algas. O substrato preparado (ou seu fragmento) é colocado com algas em um recipiente preparado para a amostra e preenchido com uma pequena quantidade de água e água, seguido de nova inoculação do material coletado em estado vivo, ou com formaldeído a 4%.
Para obter uma grande amostra do perifíton, é aconselhável lavar as algas da superfície do substrato lavado com água adicional e escovas sobre um recipiente largo (cuvete, bacia) e, depois de encharcar a lavagem, transferi-la para a preparação para pratos de amostra. É necessário conhecer a área do substrato que provoca a formação de algas. Para isso, cubra a superfície com um pano de lã e contorne seus contornos com tinta. A restauração da superfície é realizada pelo método das áreas médias: transferir o contorno da superfície do substrato para papel vegetal e contorná-lo; Deste papel, corte um quadrado com 1 cm de lado (plano 1 cm2) e honre-o. Conhecendo a gramatura do quadrado de papel e a gramatura do contorno do papel, cubra a área necessária.
Quando infestada com algas epífitas, que são esmagadas do caule das folhas de ervas daninhas aquáticas altas, a superfície da planta é dissecada não apenas por uma área, mas por uma unidade de massa (crua e seca) do substrato da erva daninha. Para isso, é plantada uma parcela de plantas em crescimento, de cuja superfície são retiradas as epífitas, depois seca até secar ao vento e plantada novamente.
Métodos para coletar algas terrestres e terrestres
As algas moídas, que dissolvem lodo e lodo em árvores, pedras, pedras, terra seca, jardins e paredes de casas, etc., são coletadas, se possível, de uma só vez do substrato em sacos de papel estéreis ou frascos contendo 4% de formaldeído. Métodos de coleta e tratamento de algas terrestres são descritos na literatura especializada.
Rotulagem e fixação de amostras, realização de amostragem em campo
Todo o material coletado é dividido em duas partes utilizando o método de posterior digestão de algas em estado vivo e fixo. O material vivo é acondicionado em frascos estéreis, tubos de ensaio, frascos, potes, fechados com rolhas de algodão, sem queimá-los, ou em sacos de papel estéreis. Para preservar as algas em condições de vida em tanques expedicionários, amostras de água são embaladas em papel macio e colocadas em caixas. Periodicamente, tente desempacotar e expor à luz do dia russo para apoiar os processos fotossintéticos e enriquecimento com acidez. Independentemente de todas as visitas ao exterior, nem todo o material coletado pode ser salvo, portanto, para trabalhar com material vivo, pequenas excursões são amigáveis, mas não as expedições mais difíceis.
O material que promove a fixação é colocado em pratos não estéreis (tubos de ensaio, tigelas, potes) bem fechados com goma ou rolha de cortiça. As amostras aquosas são fixadas com formaldeído a 40%, que é adicionado à amostra na proporção de 1:10. As algas que estão presentes em um substrato sólido (em filtros de papel, seixos, conchas vazias de moluscos, etc.) são preenchidas com formaldeído a 4%. A boa conservação das algas e seu armazenamento também garantirá a remoção do formaldeído e da trança de cromo (5 ml de formaldeído a 4% e 10 g de K 2 SO 4 ⋅ Cr 2 (SO 4) 3 ⋅ 24H 2 cerca de 500 ml de água). No campo também pode-se dissolver o iodo com iodeto de potássio (dissolver 10 g de KI em 100 ml de água, adicionar 3 g de iodo cristalino e mais 100 ml de água, agitar até que os cristais estejam completamente dissolvidos, guardar em frasco escuro dezenas de meses), que somam uma amostra da partida 1:5. Amostras fixadas e hermeticamente fechadas podem ser armazenadas no escuro por até três horas.
Todos os recrutas devem ser cuidadosamente rotulados. Nos rótulos que contenham azeitona pura ou pasta que não sai com água, indicar o número da amostra, a hora e local da coleta e o nome do coletor. Esses dados são registrados simultaneamente na planta de campo, que, além disso, inclui os resultados de pH, temperaturas da água e do vento, um esquema do bebê e um relatório sobre o reservatório de água que está sendo monitorado, que se desenvolve na nova vegetação aquática . Outras precauções.
Métodos de processamento claro de materiais
O material coletado é primeiro examinado ao microscópio no local de moradia no dia da coleta para determinar a acidez das algas antes do momento da troca, no armazenamento do material vivo ou na fixação de amostras (criação de células reprodutivas, transição de palmela -estrutura semelhante, destruição de células, colônias, perda de flagelos e friabilidade, etc.) d.). A seguir, o material coletado será processado paralelamente em etapa viva e fixa. Trabalhar com material vivo é necessário para o sucesso da inoculação de algas, que mudam ao fixar a forma do corpo, a forma e o conteúdo dos cloroplastos, que desperdiçam flagelos, friabilidade ou tendem a nos arruinar, o gelo é derramado com fixadores. Para manter vivo o material coletado, deve-se sempre protegê-lo de superaquecimento, obstrução com fixadores e proceder o mais rápido possível.
Hidrogênios em condições de vida, dependendo de seu tamanho e outras características, devem ser examinados usando uma lupa estereoscópica binocular adicional (MBS-1) ou, mais frequentemente, usando microscópios de luz de diferentes marcas com diferentes sistemas de oculares e lentes, na luz, para passar através, ou por método de contraste de fase, seguindo as regras básicas da microscopia
Para o tratamento microscópico de algas, prepare preparativos: aplique uma gota de rabanete no objeto a ser observado e cubra-o com um vidro curvo. Se as algas vivem na água, elas são colocadas perto de uma gota de água da torneira ou de glicerina regada. Quando injetado com o medicamento, a área sob a curvatura seca gradativamente e é então adicionada. Para alterar a vaporização, aplique uma fina bola de parafina nas bordas do vidro curvo.
Se for necessário cuidar do próprio objeto, o método da gota suspensa dá um bom resultado. Sobre uma superfície limpa, aplique uma pequena gota da borda acabada, após o que as bordas da curva são revestidas com parafina, óleo de parafina ou vaselina, coloque a gota sobre uma superfície especial com um furo no meio para que a corda faça não fique para fora do fundo do buraco (pequeno 7,7). Este medicamento pode ser administrado por vários meses, guardando-o durante os intervalos entre o trabalho em uma câmara vologiy.
Com o influxo de algas, que perturba a estrutura monádica, um sério colapso resulta na sua fragilidade. Porém, ao tomar o medicamento, a dor vai diminuindo gradativamente e diminuindo. O fortalecimento da mistura também é conseguido aquecendo suavemente o preparado ou adicionando cola de cereja. Recomenda-se fixar algas aos pares com óxido de ósmio (IV) (que ajuda a preservar os flagelos), iodo cristalino (a fixação aos pares com iodo permite não só salvar os flagelos, mas também preparar amido, também e, cor azul , que tem maior valor diagnóstico), formaldeído a 40%, solução fraca de hidrato de cloral ou clorofórmio. A eficácia da exposição aos pares de fixadores é determinada experimentalmente dependendo das especificidades do objeto. As preparações mais difíceis são as de fraca fixação, nas quais algumas algas perderam a friabilidade, enquanto outras continuam bastante quebradiças. As preparações são cuidadosamente enroladas após a fixação, os fragmentos ficam deformados em um curto período de tempo com algas (especialmente a remoção de membranas teciduais).
Em muitos casos, além da análise morfológica do sinal, são utilizados métodos citológicos para transferência do material. Em caso de infecção de estruturas celulares internas, especialmente em outros flagelos, a sobrevivência da preparação com a ajuda de graus fracos (0,005-0,0001%) de vermelho neutro, preto de metileno, preto neutro, vermelho tripano, azul cresil diamante, vermelho Congo , verde mostra claramente a casca da pele, papilas, muco, vacúolos, mitocôndrias, aparelho de Golgi e outras organelas.
Bagato Barvnikiv dá um bom resultado das mentiras da lacuna dos métodos especiais do fіksatsії (com Vivchenna formaldegiz, as amostras do barvniki são o líquen da privação da adoração de retenção do reservatório destilado pelo destilado). O melhor fixador para investigação citológica de algas, incluindo o desenvolvimento de sua ultraestrutura - 1-2% de óxido de ósmio (IV) (não permite economia trivial). Algas que não mancham as membranas podem ser facilmente fixadas com metanol. A solução de Lugol (1 g de iodeto de potássio e 1 g de iodo cristalino em 100 ml de água) não só fixa bem as algas, mas também elimina imediatamente o amido nas cores azuis.
Carregamento nuclear. Para inocular núcleos, você pode usar com sucesso o fixador álcool-octólico de Clark (3 partes de álcool etílico 96% e 1 parte de álcool etílico) ou solução de Carnoy (6 partes de álcool etílico 96%, 3 partes de clorofórmio e 1 parte de ácido octóico). Deixe as algas em fixador recém-preparado por 1-3 anos, depois enxágue com álcool etílico 96% (2 vezes) e água (10 vezes). Ressalta-se que no caso de infecção citológica de algas, na maioria dos casos, é importante selecionar os fixadores, marcadores de celeiro e tempo de exposição mais eficazes com base nas especificidades dos objetos.
No preparo dos núcleos pelo método do acetocarmim, a pré-fixação com fixador álcool-octano é submetida ao excesso de água, o que provoca o inchaço das membranas teciduais. Para preparar o barvnik, ferva 2 g de carmim em 400 ml de ácido octoico 45% por 4 anos, enxaguando na geladeira. Quanto ao resto, você pode vikorystvovat juramento inicial ao regador. Resfrie o vinho tinto escuro, filtre e guarde por bastante tempo em recipiente de vidro escuro. Deite as gotas de água com algas na lâmina, adicione as trutas, cubra com um copo curvo e mantenha a mistura ao microscópio. Para um preparo rápido, o preparo é aquecido cuidadosamente em meia panela a gás, evitando ferver sob a superfície curva. Os núcleos são formados pelos corpos basais de flagelos, vacúolos e pirenóides.
Para o desenvolvimento da mitose e detecção citoquímica do DNA, é essencial a reação de Feulgen, que provoca a formação da cromatina nuclear; Neste caso, o citoplasma fica livre de estéril. Para realizar a reação, Feulgen prepara três pedidos. Rozchin A: misture 82,5 ml de ácido clorídrico concentrado com 1000 ml de água destilada. Rozchin B (reagente de Schiff): 1 g de fucsina básica é dissolvido em 200 ml de endro, resfriado a 50 ° C, filtrado, adicionado 20 ml de diluição A e após resfriamento a 25 ° C, dissolvido 1 g de Na 2 SO anidro 4 e depois adicionou-se 300 mg de vugill ativado; Após 24 anos, esta divisão deve estar completamente estragada, pois evita o risco de deterioração antes de preparar uma nova divisão. Rozchin: misture 200 ml de água com 10 ml de Na 2 SO 4 10% e 10 ml de Rozchin A.
Após o tratamento com fixador à base de álcool, o material é embebido por 6-8 minutos (as horas de exposição são selecionadas experimentalmente) para o tratamento A, aquecido a 60°C, depois lavado no tratamento frio A, enxaguado com água e selado por 1 ano no tratamento B; a seguir, após lavar três vezes com alecrim, enxágue com água e prepare um preparo permanente. Deve-se notar que em algumas algas, por exemplo, espécies de dossel Spirogyra Link, Oscillatoria Vauch., o DNA na presença do reagente de Schiff dá uma reação de Feulgen muito fraca.
Freqüentemente, adicione hematoxilina para preparar núcleos de algas. Os produtos de hematoxilina recém-preparados não têm qualquer pretensão. Aparece cerca de dez horas após o “amadurecimento” da podridão, quando a hematoxilina é oxidada. Mais comumente usadas para algas são a hematoxilina de Heidenhain e a hematoxilina de Delafield. A primeira amora está madura o suficiente para ser cozida, enquanto a outra leva vários meses para ser preparada. Para preparar a hematoxilina Heidenhain, prepare duas preparações. Rozchin A mistura 2,5 g de galuns lisoâmicos em 100 ml de água, Rozchin B - 10 ml de hematoxilina alcoólica a 10% (em álcool etílico absoluto) em 90 ml de água. Rozchin B é culpado de intensa intoxicação por vinho e chervona. Após a fixação, tratar o material por 6 a 12 anos (dependendo das especificidades do objeto) na seção A, e depois enxaguar abundantemente com água destilada e descascar na seção B por 12 a 24 anos (também dependendo do objeto). O campo de preparo do material é diferenciado com constante controle detalhado e depois enxaguado novamente com água destilada e lavado com água por 10-30 minutos. As estruturas da cromatina dos núcleos, corpos basais dos flagelos e mitocôndrias são perdidas em cores pretas (Fig. 7.8, 1).
O método Giemsa permite a esterilização diferencial dos núcleos e outras organelas celulares. Os hidrogênios, removidos da membrana celular, são fixados com metanol e óxido de ósmio (IV); Outros são preparados após hidrólise com óxido clorídrico. Antes do preparo, recomenda-se esticar o material com 1 n. HCl a 60°C. Em seguida, enxágue bem o ácido com água destilada. Para preparar diluições vikary de barvnik: 1-2 gotas do barvnik principal por 1 ml de água; hora de preparação 20-60 min. Enxaguar rapidamente os preparados fermentados com água destilada, passar por acetona anidra, misturar acetona e xileno na proporção de 2:1, acetona e xileno na proporção de 1:2, xileno e colocar em óleo de cedro. A cromatina nuclear e os cromossomos são barrados em vermelho - vermelho-violeta, os núcleos - em azul, os cloroplastos - em azul claro (os pirenóides não têm barra) e os flagelos e seus corpos basais - em azul claro.
Fermentação da membrana celular. Para melhorar a natureza química da membrana de celulose, adicione 0,01% de rutina de cereja (um reagente à base de pectina) e cloro-zinco-iodo (20 g de cloreto de zinco, 6,5 g de iodeto de potássio, 1,3 g de iodo cristalino em 10,5 ml de água), que transforma a celulose em uma cor azul. Para revelar a estrutura da superfície da membrana mucosa, as papilas são descascadas com solução aquosa de violeta genciana a 0,1%, que também sela bem o muco. Para detectar o muco, além disso, defecar as carcaças, para que o muco não penetre no interior, mas não esfregue bem. Os detalhes da estrutura da superfície das superfícies dos tecidos são claramente visíveis em nigrosina aquosa a 5%. Para curar as cascas das algas finas, elas são revestidas com KOH e depois recheadas com vermes do Congo.
Fermentação de flagelos. Os flagelos são vistos em um microscópio óptico para preparação adicional por Lefler. Para tanto, o material é fixado com óxido de ósmio (IV), embebido em álcool absoluto por uma curta hora e deixado secar. Em seguida, adicione uma pitada de gotas de amora (quantidade de 100 ml de tanino aquoso a 20%, 50 ml de solução aquosa infundida de FeSO 4 e 10 ml de solução alcoólica infundida de fucsina básica) e aqueça na metade do garfo, sem levar a ferva, até aparecer vapor. Após enxaguar com água destilada, preparar o preparado por 10 minutos com carbolfucsina (100 ml de solução aquosa de fenol recém-destilado a 5% e 10 ml de solução alcoólica infundida de fucsina básica; deixar repousar por 48 anos, depois filtrar e guardar por três horas com água destilada, deixe secar e coloque No bálsamo canadense, este método pode ser usado para determinar a presença ou ausência de pelos nos flagelos (Fig. 7.8, 2, 3).
Enxertia de cloroplasto, estigma; esgotamento de pirenóides. Os cloroplastos estão incrustados em material vivo e os fragmentos são deformados devido à fixação do cheiro. Também é importante evitar o estigma. O corpo albugíneo perenóide após fixação anterior é bem tratado por Altman. Barvnik é composto por 1 parte de ácido pícrico infundido em álcool etílico absoluto, 7 partes de álcool etílico 50% e 1 parte de solução aquosa infundida em fucsina. A barragem dura pelo menos 2 anos. A fertilização dos corpos proteicos dos pirenóides pode ser feita sem fixação prévia do material com ottocarmim C. Adicionar 55 ml de água e 5 g de azocarmim C a 4 ml de ácido otóico pode ser fervido por cerca de um ano, com crosta, resfriado. , filtrado e armazenado em recipiente com vidro escuro Adicione uma gota de água com algas à lâmina de vidro, cubra-a com um vidro curvo e mantenha-a sob o microscópio. O corpo protéico do pirenóide adquire uma cor vermelha intensa, enquanto o corpo branco do pirenóide é marrom claro (Fig. 7.8, 4).
Revelando semelhantes. O amido adquire uma cor azul sob a infusão de quaisquer reagentes para remover o iodo. O mais sensível deles é o iodo cloral (cristais fragmentados de iodo na forma de hidrato de cloral) - permite detectar os maiores grãos de amido e separar o amido ao redor do perenóide como estromal (Fig. 7.8, 5, 6 ). A presença de paramilon pode ser detectada diluindo-o com 4% de KOH. A presença da crisolamina é revelada apenas através de diversas reações microquímicas complexas. Óleos e gorduras são descascados com Sudão III (0,1 g de Sudão III em 20 ml de álcool etílico absoluto) na cor vermelha e com óxido de ósmio (IV) na cor preta (Fig. 7.8, 7).
Vacúolos de Vivichenia. Os vacúolos com suco de celulose ficam marcados devido à fertilização habitual com uma solução fraca de vermelho neutro. Vacúolos pulsantes podem ser observados em material vivo sob um microscópio óptico devido ao seu aparecimento periódico e esterilidade. A suspensão do aparelho de contraste de fase, adição de tanino aquoso a 1% e fixação do material com óxido de ósmio (IV) facilitaram a identificação dessas organelas.
Depleção mitocondrial. As mitocôndrias estão bem saturadas com livre acesso ao ácido Janus verde a 0,1% (Fig. 7.8, 8). Portanto, deixo cair água com algas na lâmina e cubro-a com uma lâmina curva logo após adicionar o celeiro.
Tratamento do aparelho de Golgi. O aparelho de Golgi escurece durante a hora de fixação do material com óxido de ósmio (IV). Yogo também pode ser preparado com tripan blackite aquoso a 0,5%; Solução aquosa a 0,01% de plaqueta de metileno é dissolvida em vez de células de cor azul, momento em que o aparelho de Golgi fica sem barba.
Métodos para preparar preparações permanentes
Para preparar preparações estáveis, use glicerina-gelatina. Uma parte de gelatina é misturada com 6 partes de água destilada por vários anos, depois são adicionadas 7 partes de glicerina pura e um cristal anti-séptico, por exemplo, timol ou ácido carbólico. Aqueça a mistura em banho-maria, mexendo com um bastão de vidro, até que a gelatina se dissolva. Para sedimentar o kalachi, adicione clara de ovo crua e filtre em filtro de papel, esfregando com filtro quente e trocando frequentemente o papel. O resfriamento da glicerina-gelatina pode fornecer informações. Quando infundidos, são derretidos por aquecimento em banho-maria. Este meio é melhor combinado com água, mas quando está congelado, não há necessidade de material seco e seco.
Prepare os preparativos o mais rápido possível: adicione água e glicerina e deixe secar por cerca de uma hora; em seguida, aplique uma gota de glicerina-gelatina derretida sobre uma lâmina de vidro aquecida, transfira a água e cubra com um vidro curvo; Depois que a gelatina-glicerina estiver completamente coberta, a borda do vidro curvo é envernizada. Tais preparações podem ser salvas na posição horizontal esticando várias cordas.
Preparações colocadas em bálsamo do Canadá ou resinas sintéticas à base de metacrilato de metila são ainda mais bem preservadas. O líquido restante é endurecido, transparente, quimicamente neutro e possui um índice de cor clara correspondente. Antes de ser colocado em bálsamo canadense ou resinas sintéticas, o material deve passar por um minucioso processo de rega através de álcoois de alto grau até absoluto e óleo de cravo ou xileno, o que aumenta sua clareza. O material, preparado pelo método Giemsa, é colocado em óleo de cedro, o mais rápido possível, onde é armazenado por tempo indeterminado.
Métodos particulares para a preparação de preparações baseiam-se em Bacillariophyta, Dinophyta e Desmidiales, cuja taxonomia se baseia na estrutura das coberturas celulares (div.). A preparação das diatomáceas antes da microscopia envolve a redução de todas as substâncias orgânicas, o que escurece a estrutura da casca. Isto pode ser conseguido fritando o material ou tratando-o com ácidos minerais concentrados ou com ácido ácido. Ao escolher o primeiro método, deixe cair a suspensão, despeje em uma tigela pequena e coloque a terra diatomácea, aplique sobre uma superfície limpa e desnatada, seque e, colocando sobre uma placa de mica, frite na metade de uma assadeira ou sobre uma laje territorial de abeto. até que todas as substâncias orgânicas queimem completamente (ao longo do dia e mais). Na fermentação de diatomáceas bentônicas de casca grossa, a fritura é realizada em forno elétrico à temperatura de 450°C. Se a superfície curva derreter quando aquecida, o material é frito em placas de mica e depois transferido para a superfície curva. O método de fritura permite salvar o máximo de fragmentos e cascas tenras de espécies planctônicas, o que não destrói o crescimento natural das células da colônia e retém uma pequena quantidade de material rastreável. No entanto, amostras contaminadas com um grande número de substâncias orgânicas são melhor tratadas quimicamente.
No processamento a frio com ácidos, as amostras devem primeiro ser limpas de depósitos orgânicos e minerais grossos em uma placa com um ano de idade, removidas do formaldeído e dos sais com água destilada e depois deixadas em repouso ou centrifugadas. Retire o sedimento da esponja, despeje ácido sulfúrico concentrado, em seguida adicione dicromato de potássio ou nitrato de potássio ao espaguete e lave o espaguete com água destilada, seguido de centrifugação até a completa remoção do ácido.
Instrua a cura da mistura quente com ácidos usando o método frio. Nessa altitude, ferva primeiro por 10-15 minutos com ácido clorídrico diluído e depois enxágue. Remover o sedimento com uma quantidade mínima de água, transferir para um frasco, adicionar pelo menos cinco vezes a quantidade de ácido sulfúrico concentrado ou ácido nítrico, enchendo o frasco no máximo até a metade, e ferver em água ou em banhos sob uma coifa com um duração de 15 minutos - 1 ano. adição de cristais de KNO 3. Após resfriar o sedimento, use uma pipeta para transferi-lo para um tubo de ensaio com água, adicionando cuidadosamente ácido e diatomáceas à água para remover a ebulição e a dispersão do ácido, e agite o sedimento até que ocorra uma reação neutra.
Após fritura ou tratamento com ácidos, o material é conservado com formaldeído 2-3% para posterior conservação ou imediatamente vicorizado para preparação de preparações permanentes. Com este método, sobre uma superfície fina, limpa e não gordurosa, aplique uma suspensão de diatomáceas de celulose e deixe secar. Coloque uma pequena quantidade de resina sintética (pleurax, hyrax e in) com índice de complexidade luminosa de 1,6 sobre o objeto, derreta na metade da bota e cubra-a com uma superfície curva com o seguinte material, pressionando cuidadosamente o meio novo e delicado. O excesso da substância intermediária é considerado xileno adicional.
As diatomáceas, de casca muito fina e delicada, são cultivadas em preparações secas com centro fervido. Para preparar uma suspensão com terra diatomácea, aplique sobre a superfície, deixe secar, coloque sobre uma superfície e sele as bordas com verniz.
Ao inocular Desmidiales e Dinophyta blindados, o material é embebido em água de torneira, o que retira sua clarificação. Para preparar água salgada, triture 20 partes de cloro para evaporar em 100 partes de água, adicione 100 partes de carbonato de potássio a 15% e deixe por vários anos, após os quais obterá muita água. O carbonato de potássio é adicionado gradualmente ao filtrado até que o precipitado apareça. Após repetidas filtrações, despeje o líquido, feche bem o recipiente em um copo escuro e guarde no escuro. Leve o material final para uma centrífuga, despeje 1-2 xícaras de água salgada no sedimento, fechando bem o recipiente com uma rolha. Lave o material desta maneira 2 a 3 vezes com água destilada. Para revelar sua estrutura, recomenda-se que as cascas dos dinófitos sejam tingidas com blackita de tripano ou iodo alcoólico após clarificação com água.
Para a descalcificação de algas incrustadas em água (por exemplo, Charophyceae), ou que vivem em rochas aquosas (água dura), adicionar ácido láctico, que também se combina com o preparado, e nesse caso, ácido clorídrico vicórico.
Métodos para vibrar tamanhos de algas
Quando inoculadas com a composição de espécies das algas, suas dimensões variam, o que é um importante sinal diagnóstico. Para alinhar objetos microscópicos, coloque o micrômetro da ocular na régua de alinhamento (Fig. 7.9). O preço das seções do micrômetro ocular é calculado para o micrômetro de objeto adicional (um objeto com uma linha aplicada, o preço da seção de pele é 10 µm; Fig. 7.9), individualmente para o microscópio de pele e o objeto tiva (relatório div.). Ao calcular as dimensões lineares das algas, é necessário realizar a calibração de um grande número de espécimes (10-100) com processamento estatístico avançado dos dados extraídos.
Todos os objetos desenhados devem ser cuidadosamente pintados com equipamento de desenho adicional (RA-4, RA-5) e ao mesmo tempo fotografados com acessório de microfoto (MFN-1, MFN-2).
Ao identificar algas, a precisão deve ser alcançada. Principalmente material original, é necessário observar pequenas melhorias no diagnóstico de tamanho, forma e outras características morfológicas, registrá-las em suas descrições, em bebês, crofotografias.
Com uma amostragem clara das amostras, é importante determinar a frequência de determinadas espécies, com base em indicações mentais. Existem diferentes escalas para avaliar a frequência de crescimento de algas. Assim como o bumbum, a escala Starmach é direcionada para baixo: + - Muito raramente (o tipo não está presente no preparo da pele); 1 - single (1 a 6 exemplares por preparação); 2 – poucos (7 a 16 exemplares por preparação); 3 - seguidos (17-30 exemplares por preparação); 4 – rico (31-50 exemplares por preparação); 5 - muito rico, vantagem absoluta (mais de 50 exemplares do medicamento).
A microscopia eletrônica de transmissão e varredura é cada vez mais utilizada na pesquisa algológica. Métodos para a preparação de preparações e seu exame usando um microscópio eletrônico de transmissão e varredura adicional são descritos na literatura especializada.
Métodos para a formação de algas
Algumas amostras de fitoplâncton, fitobentos e perifíton podem estar sujeitas à forma ácida. Os dados sobre a abundância de algas são importantes para a determinação da sua biomassa e a transformação de outros indicadores líquidos (pigmentos, proteínas, gorduras, hidratos de carbono, vitaminas, ácidos nucleicos, elementos, intensidade da digestão, fotossíntese, etc.) por célula ou por unidade de biomassa. O número de algas pode ser expresso no número de células, cenóbios, colônias, fios fragmentados da pomba cantora, etc.
Para determinar o número de algas, aplique sobre copos especiais (representados graficamente em listras e quadrados), em cuja superfície, usando uma pipeta de carimbo (Fig. 7.10, 1), aplique uma gota de água em uma mistura bem misturada (cerca de 0,1 cm 3) Amostra Lidzhuvanoj. Na ausência de um vidro médico, você pode usar o vidro do objeto original para mover o microscópio na mesa do microscópio para preparações adicionais. Se não houver pipetas de carimbo, use a pipeta graduada original para cortar a parte inferior estendida para alargar a abertura de entrada. Para determinar o número de algas, estagnamos as mesmas câmaras Najotta com volume de 0,01 cm 3 (Fig. 7.10, 2), “Uchinsky” (0,02 cm 3) e assim por diante. volume 0,9 mm 3 (Fig. 7.10, 3, 4), Fuchs-Rosenthal et al. Ao usar câmaras Goryayev e Fuchs-Rosenthal, esfregue cuidadosamente a curva nas superfícies laterais da lâmina de vidro até que o anel de Newton apareça e, em seguida, preencha a câmara com uma gota da amostra traçada usando uma pipeta. Dependendo do número de organismos na amostra final, todas ou parte das faixas (quadrados) podem ser tratadas na superfície do vidro de cura. É necessário realizar amostragens repetidas de algumas (pelo menos três) gotas de uma mesma amostra, usando imediatamente uma pipeta para coletar as amostras para limpeza após a coleta da amostra.
Crescimento da abundância de fitoplâncton. Ao testar amostras em larga escala de fitoplâncton (ou uma suspensão cultural de algas), a mudança no número de organismos por 1 litro de água varia de acordo com a fórmula
onde N é o número de organismos em 1 litro de água no reservatório de água rastreável (meio de cultura); k é um coeficiente que mostra quantas vezes o volume da câmara de tratamento é inferior a 1 cm 3 ; n – número de organismos identificados nos caminhos trocados (quadrados); A - o número de faixas (quadrados) do quadro médico (na câmera); a - o número de caminhos (quadrados) onde existem depósitos de algas; V - amostra de espiga (divisão 3); υ - amostra espessada (divisão 3).
Mudança no número de bentos e perifíton. Ao injetar amostras grandes em fitobentos e perifíton, que são organismos igualmente grandes, é importante carimbá-los com uma pipeta de carimbo com volume de 0,1 cm 3 . Determine a abundância de algas em amostras de bentos e perifíton em uma superfície de 10 cm 2 do substrato usando a fórmula
onde N é o número de organismos por 10 cm 2 da superfície do substrato; n é o número de organismos nas gotas de água com volume de 0,1 cm 3; - obsyag probi (cm 3); 5 - a área do tubo cortada em microbentômetro (para amostras bentônicas) ou a área da superfície do substrato que contém algas (para amostras incrustantes) (cm 2).
Desenvolvimento do número de algas epífitas. Ao inocular algas epífitas, seu número também é adicionado a 1 g de substrato de massa de algas cruas (ou secas ao ar) de acordo com a seguinte fórmula:
onde N é o número de organismos por 1 g de substrato de massa vegetal bruto (levemente seco); n é o número de organismos nas gotas de água com volume de 0,1 cm 3; - obsyag probi (cm 3); R - syrah ou masa seca ao ar (g) essas parcelas de substrato de orvalho, para as quais as epífitas serão removidas.
Cálcio em vez de algas, as amostras geralmente exibem indicadores de sua biomassa, que indicam métodos adicionais medicinais, volumosos, volumosos, de vários produtos químicos (radiocarbono, clorofila, Ilovy e in.).
Valor da biomassa. Para determinar a biomassa de algas pelo método escala-volume, é necessário extrair dados sobre sua abundância em uma amostra de pele específica para uma amostra de pele específica e em seus casos médios (para um tipo de pele em uma amostra de pele específica). Existem vários métodos para medir o volume do corpo das algas. O método mais preciso é o método estereométrico, ao calcular qualquer corpo, a água é equiparada a qualquer corpo geométrico ou a uma combinação de tais corpos, após o que são calculados usando fórmulas conhecidas em geometria em uma linha que representa os tamanhos de organismos específicos. Às vezes, eles usam materiais corporais médios pré-fabricados e previamente calculados para vários tipos de algas, como encontrado nas obras de vários autores (div. comunicações bibliográficas na p. 318). A espessura da água das algas de água doce é medida em 1,0-1,05, algas hiperhalosas - em 1,1-1,2. A biomassa deve ser protegida para o tipo de pele e depois adicionada. O método de volume circular de identificação de biomassa é amplamente utilizado na prática de estudos hidrobiológicos do grande número de diferentes componentes das biocenoses, dos padrões de distribuição de algas em diferentes biótopos Alguns corpos d'água e diferentes corpos d'água, dinâmica sazonal e da água, o desenvolvimento de algas e outros.
Em caso de desenvolvimento intensivo de algas, é possível acelerar o processo pelo método da água. Quando a amostra for testada, filtre-a através de um filtro de papel (ao mesmo tempo, a água destilada é filtrada através de filtros de controle). Em seguida, retire os filtros e seque-os num escorredor a 100°W. Com base na retirada dos dados, é calculada a massa seca e seca do cerco. No futuro, o enchimento de filtros em uma mufla poderá ser utilizado em vez do cerco de substâncias orgânicas.
As deficiências deste método residem no facto de dar uma indicação da soma total de todo o significado da amostra de substâncias orgânicas e inorgânicas, organismos vivos e casas, criaturas e plantas inanimadas. A introdução de representantes de vários táxons nesta massa total pode ser expressa aproximadamente em frações de massa após exposição ao microscópio de sua interação em diversos campos de visão.
A maioria das informações externas sobre a biomassa das algas pode ser determinada pela combinação de vários métodos de rastreamento diferentes.
Algas planctônicas (fitoplâncton)
Fitoplâncton- Uma coleção de pequenas algas muito microscópicas que flutuam livremente na mesma água. Este é o principal grupo ecológico de algas que produz água orgânica primária, sem a qual é impossível detectar toda a vida em um corpo d'água. Durante o processo de evolução, as algas planctônicas desenvolveram estruturas baixas que lhes permitiram permanecer perto da água por muito tempo. Nas algas planctônicas, que não possuem flagelos, o aumento da flutuabilidade é alcançado pela forma significativa e uniforme do corpo e pela presença de várias estruturas e apêndices, cerdas, apêndices córneos, perretinok ta in. Outras formas de algas planctônicas são representadas por colônias planas ou vazias, que são claramente visíveis como limo. Muitas algas se acumulam no clímax do rio com menos de um alimento (por exemplo, gordura, óleo) ou criam vacúolos gasosos. Uma das características das algas planctônicas, que lhes permite existir nas águas comuns de uma determinada área, são os diferentes tamanhos corporais. Devido ao seu tamanho menor e, portanto, pequena massa, as algas planctônicas não afundam tão rapidamente com a água.
Algas planctônicas pairam em corpos d'água de grande altitude, como lagos, bacias de drenagem e pequenos lagos. O fitoplâncton típico é especialmente característico de grandes massas de água.
Dependendo do seu tamanho, as algas fitoplanctônicas são divididas em meso, micro e nanoplâncton.
Algas de 1 a 5 mm de tamanho são transportadas para o fitoplâncton mesoplanctônico. Este é um grupo incontável de organismos coloniais. Sphaeronostoc kihlmani entre.). Algas com tamanho corporal de 50 µm a 1 mm atingem o grupo dos organismos microplanctônicos. Organismos nanoplanctônicos cobrem o corpo com tamanho inferior a 50 mícrons. Ao coletar amostras de uma camada planctônica, o mau cheiro passa facilmente pelo tecido seco.
No plâncton de água doce, a maior diversidade é encontrada em verdes, diatomáceas e cianos. Entre os verdes, as espécies (espécies) Volvox unicelulares, cenobiais e coloniais estão claramente representadas. Chlamydomonas, Gônio, Pandorina, Eudorina, Volvox) e Chlorococcus (espécies do rio Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus etc.). Representantes característicos de algas diatomáceas no plâncton são espécies de copas Melosira, Fragilaria, Tabellaria, Asterionella, Cyclotella. Zians freqüentemente e claramente se formam como plancteria. Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon, Gloeotrichia entre. Das formas flageladas do plâncton de água doce, os dinófitos primários - Cerácioі Peridínio; Dos dourados - tipos de copas Dinobryon, Mallomonas, Uroglena, Synura entre.; de euglenóides - tipos de copa Trachelomonas, Phacus, Euglena E os restos se desenvolvem claramente em outros corpos d'água, que aquecem bem.
Em águas moles de águas pantanosas e águas pantanosas, desenvolve-se o número de representantes da desmidea: tipos de copas Closterium, Cosmarium, Euastrum, Staurastrum, Micrasterias, Xanthidium, Desmidium entre.
Quase 1.000 espécies de algas planctônicas foram observadas em vários corpos d'água e cursos de água da Bielorrússia.
A composição de espécies do fitoplâncton e seu número variam em diferentes corpos d'água e podem ser encontrados em um corpo d'água em momentos diferentes, situando-se entre a totalidade dos funcionários ricos. Os mais importantes são a luz, a temperatura e as condições químicas, bem como os factores antropogénicos. Resta, em alguns casos, levar ao esgotamento do fitoplâncton, em outros – a um aumento significativo na sua produtividade. Quando um grande número de riachos biogênicos entra na água, ocorre um desenvolvimento turbulento de algas planctônicas, que transformam a água em verde, azul esverdeado e outras cores. Esse fenômeno deu origem ao nome “cor” da água, já que 1 litro de água contém milhões de células de algas planctônicas. Como resultado de sua distribuição massiva, pode-se observar uma inundação de água e outras substâncias tóxicas que podem levar à morte de zoocenoses pela água. Devem ser tidos em conta os vestígios e aqueles em que as substâncias tóxicas parecem ser causadas por diversas algas (por exemplo, espécies Microcistis) no processo de sua vida.
O efeito da iluminação como agente ambiental manifesta-se claramente na divisão vertical do fitoplâncton. Nos lagos, por exemplo, as algas planctónicas permanecem na superfície da água, mas podem desenvolver-se a uma profundidade de 10-15 m. Algas que são capazes de se desenvolver até que a vegetação se torne mais brilhante. Então, as algas das copas Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon Apenas as claras da superfície da água se desenvolvem na massa. Mensh são capazes de atingir algas diatomáceas leves. A maioria deles, nas águas rasas do lago e nas bacias de drenagem, desenvolve-se mais intensamente a uma profundidade de 2–3 m.
O fator temperatura também é um dos fatores mais importantes que afetam o fitoplâncton. Existem espécies que se desenvolvem com menos frequência em corpos d'água de água fria; Você pode ver como é ver águas com água morna. Existem muitas algas em edifícios onde se pode viver perto das águas, onde a variação de temperatura do Kolivan é ainda maior.
Como a temperatura ideal em várias espécies de algas planctônicas não é mantida, há uma mudança no padrão das estações das espécies (sucessão sazonal). O ciclo vegetativo do fitoplâncton começa em Birch-Kvitna. Neste momento, os plankters em massa têm flagelados diferentes. Cromulina, Cryptomonas, o número de espécies de diatomáceas de água fria está aumentando – Melosira, Diatoma. Durante a outra metade da primavera, o complexo de diatomáceas de água fria desenvolve-se rapidamente. O influxo parece ser de diatomáceas de água moderadamente quente – Asterionela, Tabellaria, As algas verdes e azul-esverdeadas desenvolvem-se mais intensamente. Na outra metade do verão, as algas verde-azuladas e verdes atingem seu máximo desenvolvimento, o que pode causar “coloração” da água. As diatomáceas durante o período incluem representantes de copas de água quente Fragiláriaі Melosira granulata. Na primavera, as diatômicas de água fria, juntamente com as algas verde-azuladas, começam a se desenvolver mais intensamente, e continuarão a se desenvolver.
A água natural contém vários compostos químicos necessários para o desenvolvimento do fitoplâncton. Os mais importantes são os sais minerais (elementos biogênicos). Dos sais minerais no desenvolvimento do fitoplâncton (e das algas), surgem os sais necessários de nitrogênio e fósforo. Como regra, em áreas aquáticas claramente não há spoluk suficiente. Os elementos da alimentação das algas incluem saliva e cálcio. As algas gananciosas são ricas em diatomáceas e desmidiums. O silício é necessário para moldar a casca das diatomáceas. Magnésio, potássio e enxofre também são elementos essenciais para as algas, mas a água sempre os contém em quantidade suficiente.
As algas planctônicas são os principais e muitas vezes os únicos produtores de matéria orgânica primária, necessária para a sobrevivência de todos os seres vivos nos corpos d'água. As algas planctônicas participam ativamente da autopurificação da água. Mulas, sapropels e outros depósitos são formados a partir de algas planctônicas submersas. Algas planctônicas se formam como indicadores de obstrução da água. O fedor pode ser fonte de proteínas, vitaminas e pomares para muitas indústrias.
As algas podem ser coletadas desde o início da primavera até o final do outono, e a água subterrânea pode ser coletada em locais não cobertos de neve.
Para coletá-los, é necessário levar potes com gargalo largo e rolhas bem ajustadas, um saco para eles, um fundo, um raspador afiado, uma tela de plâncton, um bulbo com formol, caixas ou sacos de polietileno para coleta de algas moídas, um papel para etiquetas, um caderno, .
Os métodos de coleta e inoculação de algas são determinados pelas características ecológicas e morfológicas de representantes de diversas espécies e grupos ecológicos. Vejamos os principais métodos de coleta e inoculação de algas com água para fins de estudos florístico-sistemáticos e, em parte, hidrobiológicos.
Colete fitoplâncton. A escolha do método de coleta de amostras de fitoplâncton deve ser baseada no tipo de corpo d'água, no estágio de desenvolvimento das algas, na tarefa de investigação, na disponibilidade de equipamentos, etc. Com o método de alteração da composição de espécies do fitoplâncton, com desenvolvimento intensivo da água remanescente, água suficiente é retirada dos corpos d'água e, com desenvolvimento fraco, a concentração direta de microrganismos na água fica estagnada. Um desses métodos é a filtragem da água através de drenos planctônicos (descrição de drenos planctônicos e outros dispositivos para coleta de algas (Topachivsky, Masyuk, 1984)).
Ao coletar o plâncton da superfície das bolas com água, abaixe a malha de plâncton perto da água de modo que a abertura superior da malha fique 5 a 10 cm acima da superfície da água. Usando um recipiente de pequeno porte, retire a água da bola superficial (até 15-20 cm de profundidade) e despeje no meio, filtrando assim 50-100 litros de água. Em grandes massas de água, amostras de plâncton são coletadas da chevne: puxe a medida de plâncton em um gancho fino atrás da chevron, que está desmoronando, com comprimento de 5 a 10 min. Para a coleta vertical de plâncton, são utilizadas cercas vikoristas com design especial. Em pequenos reservatórios, amostras planctônicas podem ser coletadas da costa, coletando cuidadosamente a água com um recipiente à sua frente e filtrando-a através de uma medida, ou jogando uma medida em um fio fino na água e espremendo-a cuidadosamente. Este método permite coletar algas neuston (epineuston, hyponeuston). A amostra de plâncton é concentrada desta forma e colocada em um frasco limpo preparado em um copo de peneira de plâncton através de um tubo visível. Freqüentemente, as amostras de plâncton podem ser cultivadas em estado vivo ou fixo.
Para medir o fitoplâncton, as amostras devem ser realizadas com dispositivos especiais - batômetros - de diversos modelos. A prática de retirar o batômetro do sistema Rutner é bastante difundida. Sua parte principal é um cilindro, feito de metal ou plexiglass, com capacidade de 1 a 5 litros. Ajuste as tampas superior e inferior para fechar bem o cilindro. Abaixe o batômetro na água usando as tampas fechadas. Tendo atingido a profundidade necessária devido ao forte esmagamento do espeto, as tampas fecham as portas dos cilindros, que, quando fechadas, são puxadas para a superfície. Encho os cilindros com água pelo cano, com torneira, e despejo no recipiente preparado. Ao inocular o fitoplâncton das esferas de água superficiais, as amostras são coletadas sem a ajuda de um batômetro, coletando água em um recipiente. Em corpos d'água com fitoplâncton pobre, é importante coletar amostras com volume de pelo menos 1 litro paralelamente a coletas moderadas, o que permite capturar inúmeros objetos uniformemente grandes. Em corpos d’água ricos em fitoplâncton, o volume da amostra ácida pode ser alterado para 0,5 ou aumentado para 0,25 l (por exemplo, com água “colorida”).
A concentração de amostras sólidas de fitoplâncton pode ser realizada por meio de dois métodos que fornecem aproximadamente os mesmos resultados - sedimentação e filtração.
Condensação de amostras usando o método de cerco realizar após a fixação anterior e deixar em local escuro por 15-20 dias. Depois disso, a bola intermediária de água deve ser cuidadosamente colocada atrás de outro tubo de vidro, cuja extremidade é apertada com uma peneira nº 77 na tigela de bolas e a outra conectada a uma mangueira de goma. Pegue a amostra espessada, ajuste o volume e transfira para um recipiente menor.
Ao condensar amostras por filtração, use filtros “frontais” ou bacterianos.
Colete fitobentos. Para cultivar o estoque específico de fitobentos na superfície do reservatório, basta esticar uma camada de solo de fundo e depositar sobre a nova. Em águas rasas (até 0,5-1,0 m de profundidade), pode-se chegar com outro tubo de ensaio ou sifão baixado até o fundo - uma mangueira húmica com tubos de vidro nas extremidades, para embeber a humina. Nas profundidades argilosas, as amostras são coletadas por meio de uma peneira ou garrafa presa a um bastão, além de diversos ancinhos, calhas, dragas, dragas, bombas de sucção, etc.
Colete o perifíton. Ao aplicar a espécie no perifíton, depósitos são depositados na superfície de vários objetos subaquáticos (seixos, britas, pedras, caules e folhas de plantas altas, conchas de moluscos, partes de madeira e concreto de esporos hidráulicos, etc.). faca normal ou raspadores especiais. Porém, neste caso, muitos organismos morrerão; Alguns deles são carregados por correntes de água, os órgãos de fixação das algas ao substrato entram em colapso e o padrão de colocação mútua dos componentes da biocenose é destruído. Portanto, é melhor coletar as algas imediatamente de um substrato que seja puxado suave ou frequentemente para a superfície da água, para que a corrente não leve as algas. O substrato preparado (ou seu fragmento) é colocado com algas em um recipiente preparado para a amostra e preenchido com uma pequena quantidade de água e água, incubando ainda o material coletado em estado vivo ou com redução de formaldeído em 4%.
Chão, ou algas contaminadas coletar, se possível, imediatamente do substrato em sacos de papel estéreis ou frascos contendo formaldeído a 4%.
Métodos de coleta e vivchennya Algas terrestres relatórios da literatura especializada (Hollerbach, Shtina, 1969).
Rotulagem e fixação de amostras. Vedennya campo schodennik. Para retirar algas de uma planta viva ou fixa, divida o material coletado em duas partes. O material vivo é colocado em recipiente de vidro estéril (tubos de ensaio, frascos, potes), lacrado com rolhas de algodão que não queimam, ou em sacos de papel estéreis. Para melhor preservar as algas vivas nos tanques expedicionários, as amostras de água são embaladas em papel macio e colocadas em caixas. As amostras de vinho são periodicamente desembaladas e colocadas em local iluminado para apoiar os processos fotossintéticos e enriquecer o meio com acidez.
O material que promove a fixação é colocado próximo a vidrarias bem lavadas e secas (tubos de ensaio, tigelas, potes), bem fechadas com rolhas de cortiça ou goma. As amostras aquosas são fixadas com formaldeído a 40%, adicionado a uma concentração de 0,1 por amostra coletada. Algas que estão em substrato sólido (filtros de papel, seixos, conchas vazias de mariscos, etc.) são preenchidas com formaldeído a 4%. A boa conservação das algas e seu armazenamento também garantirão a remoção do formaldeído e da trança de cromo (5 ml de formaldeído a 4% e 10 g de K 2 SO 4 -Cr 2 (SO 4) 3 -24 H 2 O 500 ml de água) . Em geral, você pode combinar iodo com iodeto de potássio. A dissolução é preparada da seguinte forma: dissolver 10 g de KI em 100 ml de água, adicionar 3 g de iodo cristalino e 100 ml de água, agitar até que os cristais estejam completamente dissolvidos, armazenar em frasco escuro por vários meses. Antes de testar, adicione 1:5. Amostras fixadas e hermeticamente fechadas podem ser armazenadas em local fresco e escuro por até três horas.
Zibran tenta rotular com cuidado. Nos rótulos preenchidos com azeitona simples ou pasta, indicar o número da amostra, a hora e local da coleta, a finalidade da coleta e o nome do coletor. Esses dados são registrados em um diário de campo, que, além disso, inclui os resultados de pH, temperatura da água e vento, uma descrição esquemática do reservatório de água que está se desenvolvendo em um novo ambiente aquático. Outros cuidados.
O material selecionado é aplicado com cuidado. O material é primeiro examinado ao microscópio em estado vivo no dia da coleta, a fim de determinar o estado límpido das algas antes do momento da mudança, preservando o material vivo ou fixando amostras (estabelecimento de colônias reprodutivas, perda de flagelos e fragilidade etc.). A seguir, são treinados paralelamente em estágio vivo e fixo. Trabalhando com material vivo, é necessário inocular com sucesso uma importante maioria de algas para alterar a forma do corpo, a forma e a contaminação dos cromatóforos, que perdem flagelos, friabilidade ou geralmente dói na fixação. Para manter vivo o material coletado, proteja-o de superaquecimento, obstrução com pinças e realize o processo o mais rápido possível.
As algas em estado vivo, dependendo do tamanho de outras características, são medidas usando uma lupa estereoscópica binocular adicional (MBS-1) ou microscópios de luz.
Para o tratamento microscópico de algas, prepare preparativos: aplique uma gota de rabanete no objeto a ser observado e cubra-o com um vidro curvo. Se as algas vivem na água, elas são colocadas perto de uma gota de água da torneira ou de glicerina regada. Vale lembrar que com o medicamento injetado antigo, a área sob a encosta curva vai secando gradativamente e o inode precisa ser adicionado. Para alterar a vaporização, aplique uma fina bola de parafina nas bordas do vidro curvo.
Se for necessário cuidar do próprio objeto, o método da gota suspensa dá um bom resultado. Sobre uma superfície limpa, aplique uma pequena gota do grão acabado, após o que as bordas da curva são revestidas com parafina, óleo de parafina ou vaselina, coloque a gota sobre uma superfície especial com um furo no meio para que a gota não saia do fundo do buraco. Este medicamento pode ser administrado por vários meses, guardando-o durante os intervalos entre o trabalho em uma câmara vologiy.
Com o influxo de algas, que perturba a estrutura monádica, um sério colapso resulta na sua fragilidade. Porém, ao tomar o medicamento, a dor vai diminuindo gradativamente e diminuindo. O fortalecimento da mistura também é conseguido aquecendo suavemente o preparado ou adicionando cola de cereja. Recomenda-se fixar algas com vapores de óxido de ósmio (que ajuda a preservar os flagelos), iodo cristalino (a fixação com iodo permite não só preservar os flagelos, mas também preparar amido, bem como, cor azul, que tem um valor mais diagnóstico ), formaldeído a 40%, solução fraca de hidrato de cloral ou clorofórmio. A eficácia da exposição aos pares de fixadores é determinada experimentalmente dependendo das especificidades do objeto. As preparações mais difíceis são as de fraca fixação, nas quais algumas algas perderam a friabilidade, enquanto outras continuam bastante quebradiças. As preparações são processadas imediatamente após a fixação e os fragmentos ficam deformados em um curto período de tempo.
Quando as estruturas celulares internas estão infectadas, especialmente em outros flagelados, é necessário usar uma mistura de diluições fracas (0,005-0,0001%) de vermelho neutro, preto de metileno, preto neutro, vermelho de tripano, azul de cresil diamante, vermelho Congo, o a vegetação de Janus revela a membrana do tecido, pápulas, muco, vacúolos, mitocôndrias, aparelho de Golgi e outras organelas.
Bagato Barvnikiv dá um bom resultado das mentiras da lacuna dos métodos especiais do fіksatsії (com Vivchenna formaldegiz, as amostras do barvniki são o líquen da privação da adoração de retenção do reservatório destilado pelo destilado). O fixador mais curto para o exame citológico de algas, incluindo o desenvolvimento de sua ultraestrutura, é uma dose de óxido de ósmio de 1-2% (a dose não permite economia trivial). As algas, que não mancham as membranas celulares saudáveis, podem ser fixadas fácil e rapidamente com metanol. A solução de Lugol (1 g de iodeto de potássio e 1 g de iodo cristalino em 100 ml de água) não só fixa bem as algas, mas também elimina imediatamente o amido nas cores azuis.
Para implantar núcleos, você pode usar com sucesso o fixador álcool-octólico de Clark (três partes de álcool etílico 96% e uma parte de ácido oxtoico) ou a solução de Cornoy (seis partes de álcool etílico 96%, três partes de clorofórmio e uma parte de ácido oxóico ). Deixe as algas no fixador recém-preparado por 1-3 anos, depois enxágue com álcool etílico 96% (2 vezes) e água (10 vezes). Ressalta-se que no caso de infecção citológica de algas, na maioria dos casos, é importante selecionar os fixadores, marcadores de celeiro e tempo de exposição mais eficazes com base nas especificidades dos objetos. Outros métodos de preparação de núcleos estarão disponíveis.
Os flagelos são vistos em um microscópio óptico para preparação adicional por Lefler. Para tanto, o material é fixado com óxido de ósmio, embebido em álcool absoluto por uma curta hora e deixado secar. Em seguida, adicione uma pitada de gotas de amora (quantidade de 100 ml de tanino aquoso a 20%, 50 ml de solução aquosa infundida de FeSO 4 e 10 ml de solução alcoólica infundida de fucsina básica) e aqueça na metade do garfo, sem levar a ferva, até aparecer vapor. Após enxaguar com água destilada, preparar o preparado por 10 minutos com carbolfucsina (100 ml de solução aquosa de fenol recém-destilado a 5% e 10 ml de solução alcoólica infundida de fucsina básica; deixar repousar por 48 anos, filtrar e guardar. Mergulhar em água destilada por três horas, deixe secar e despeje em canadense. Com este método é possível determinar a presença ou ausência de flagelos capilares. O monitoramento do comprimento dos flagelos, da natureza de sua estrutura e do local de fixação é realizado em material vivo. usando o método de espalhamento de fase.
Os cromatóforos são impressos em materiais vivos e ficam deformados quando o cheiro é fixado. Portanto, é importante salvar o estigma. O corpo albugíneo perenóide após fixação anterior é bem tratado por Altman. Barvnik é composto por uma parte de solução saturada de ácido pícrico em álcool etílico absoluto e sete partes de solução aquosa saturada de fucsina. A preparação dura pelo menos 2 anos.
A fermentação dos corpos proteicos dos pirenóides pode ser feita sem fixação prévia do material com ottocarmim G. Para o qual são adicionados 55 ml de água e 5 g de azocarmim a 4 ml de ácido otóico do poço G. Otrimanu consegue ferver por cerca de um ano, vikoristuyu e a geladeira de retorno, esfrie, tenha recipientes de vidro escuro. Adicione uma gota de água com algas à lâmina de vidro, cubra-a com um vidro curvo e mantenha-a sob o microscópio. O corpo proteico do pirenóide adquire uma cor vermelha intensa, enquanto a cor da proteína é marrom claro.
O amido adquire uma cor azul sob a infusão de quaisquer reagentes para remover o iodo. O mais sensível deles - iodo cloral (cristais fragmentados de iodo na forma de hidrato de cloral) - permite identificar os maiores grânulos de amido e desintegrar o amido ao redor do perenóide como estromal. A presença de paramilon pode ser detectada diluindo-o com 4% de KOH. A presença da crisolamina é revelada apenas através de reações microquímicas complexas. Óleos e gorduras são descascados com sudão (0,1 g de sudão em 20 ml de álcool etílico absoluto) na cor vermelha ou óxido de ósmio na cor preta.
Os vacúolos com suco de celulose ficam marcados devido à fertilização habitual com uma solução fraca de vermelho neutro. Vacúolos pulsantes podem ser observados em material vivo sob um microscópio óptico devido ao seu aparecimento periódico e esterilidade. A suspensão do dispositivo de contraste de fases, a adição de tanino aquoso a 1% e a fixação do material com óxido de ósmio facilitaram a detecção dessas organelas.
As mitocôndrias estão bem preservadas (com livre acesso ao ácido) com 0,1% de verdes Janus. Portanto, deixo cair água com algas na lâmina e cubro-a com uma lâmina curva logo após adicionar o celeiro.
Aparelho de Golgi ao fixar o material com óxido de ósmio escuro. Yogo também pode ser preparado com tripan blackite aquoso a 0,5%. Em vez disso, a celulose é infundida com 0,01% de blackita de metileno na cor azul, momento em que o aparelho de Golgi fica privado da farpa.
Quando inoculadas com a composição de espécies das algas, suas dimensões variam, o que é um importante sinal diagnóstico. Para vibrar objetos microscópicos, coloque a ocular-micrômetro com uma régua vibratória. O preço das seções da ocular-micrômetro é calculado para cada objeto-micrômetro (o objeto com uma linha aplicada, o preço da seção de pele é de 10 mícrons) individualmente para o microscópio de pele e a lente (detalhes Ishe diva. no livro Gollerbach, Polyansky, 1951). Quando as dimensões lineares das algas são determinadas, a simulação deve ser realizada para um grande número de cópias (10–100) com o posterior processamento estatístico dos dados.
Todos os objetos pintados são cuidadosamente pintados com equipamento de pintura adicional (RA-4, RA-5) e fotografados com acessório de microfoto (MFN-11, MFN-12).
Ao identificar algas, a precisão deve ser alcançada. Maioritariamente material original, é necessário observar pequenas alterações de tamanho, forma e outras características morfológicas, registá-las em descrições, em pequenas imagens e microfotografias.
Técnica para a formação de algas a frio. O coliforme pode conter amostras de fitoplâncton, fitobentos e perifíton. Os dados sobre a abundância de algas são importantes para a determinação da sua biomassa e a transformação de outros indicadores químicos (pigmentos, proteínas, gorduras, hidratos de carbono, vitaminas, ácidos nucleicos, destes elementos, a intensidade do metabolismo, fotossíntese, etc.) por célula ou unidade de biomassa. O número de algas pode ser expresso no número de células, cenóbios, ramos da pomba cantora, etc.
A abundância de algas planctônicas é medida por meio de câmaras (Fuchs-Rosenthal, Nageotta, Goryaev e outras) com microscópio ampliado 420 vezes. Retirarei o mínimo possível dos três reservatórios da quantidade média de algas para ressegurar o abastecimento de água limpa.
Como os objetos subaquáticos (pedras, árvores caídas, arbustos, criaturas, etc.) podem ser um substrato para o assentamento de algas, então, em alguns casos, uma quantidade de algas cobrirá uma área de superfície, em outros – uma massa. Por exemplo, quando coberto de algas em algas ou algas macrófitas, um método de consideração imediata pode ser usado: primeiro, as algas que cresceram demais são tratadas e, em seguida, as epífitas são removidas delas. O crescimento do vaso permite o crescimento da biomassa. Se a incrustação não exigir o método de crescimento, lave a incrustação de toda a macrófita ou pendurando-a e dilua com água até o volume desejado (não mais que 500 ml). A suspensão extraída deve ser inalada ao microscópio, da mesma forma que na amostragem de amostras de plâncton, e superexposta a toda a suspensão. Desta forma, remova o número de células de algas epífitas de toda a planta ou planta.
Para a formação de grandes algas e macrófitas de fundo ( Fuco e) é possível criar molduras quadradas com dimensões de 0,5 x 0,5 m (0,25 m2), 0,25 x 0,25 (0,0625 m2), 0,17 x 0,17 m (0,289 m 2); para gotejamento de algas tipo CoralLina entre. - dimensões 0,1 x 0,1 m (0,01 m 2) e 0,05 x 0,05 m (0,0025 m 2). A moldura é colocada sobre a vegetação, e todas as algas nela perdidas são selecionadas com bisturi ou faca e medidas em balança técnica de laboratório com precisão de 0,1 g por 1 m2. Característica semelhante da divisão das macrófitas é indicada pelo padrão de cortes nos locais mais típicos. A largura do corte pode ser de 5 a 10 m, e a parte inferior do corte, medida com uma fita métrica, deve ficar abaixo do fundo. Ao estender o corte em 0,5–25 m, os quadros da imagem Kilkis são colocados. Utilizando este método, é possível determinar a biomassa natural de macrófitas e outras formas. Para identificar a biomassa é necessário conhecer a área superficial do fundo dentro da zona monitorada. É indicado visualmente e com precisão (visualmente).