Antes de la comida sobre la alimentación de la carpa blanca en la sede de Moldavia
Hoy en día, los peces topo (carpa plateada y carpa herbívora) se introducen con éxito en los cuerpos de agua de Moldavia. Esto es muy importante para la extracción de productos pesqueros adicionales eliminando la parte vicioso de la base alimenticia natural con agua. Sin embargo, para completar con éxito esta tarea, es necesario estudiar en detalle la variedad de mentalidades ecológicas que requieren el desarrollo de estos peces en nuestros cuerpos de agua, así como el suministro de alimento para ellos. También es necesario saber cómo consumen el suministro de alimentos los nuevos colonos.
En 1961, informamos los resultados de la investigación de un número significativo de especímenes de carpa plateada blanca en el tracto intestinal, en todo el mundo en 1961. en la Universidad Estatal Regional de Falesti. La recogida de materiales se inició en 1962. Otro destino fue la vida de estos peces y fueron masticados hasta la primavera de 1965. inclusivo.
Hemos tomado los datos para mostrar que en la mente de la sede de Moldavia, la carpa blanca es, entre otras cosas, criaturas vikoristas de hidrobionti. Se encontraron representantes del zooplancton en los intestinos de sólo el 24% de los peces observados. Al mismo tiempo, en la mayoría de los casos el número de zooplancter en los intestinos se convirtió en 1-2 especies, e incluso en un intestino se identificaron 8 especies. En los intestinos que examinamos se identificaron 18 especies de zooplancter, y la densidad cutánea de los mismos era muy baja. En siete especies, solo las etapas de copépodos de los copépodos han coexistido, no más de 2-3 intestinos. La zooplancteria comenzó a crecer en abundancia especialmente en la primavera y la primavera, cuando la cantidad de fitoplancton en la población era más baja. Esto es claramente visible al señalar mesa 1, donde se muestra que la cantidad máxima de zooplancton en los intestinos corresponde a la menor cantidad de fitoplancton durante el período de observación. Todo esto lleva a la idea de que la multitud de confusión pasa a alimentarse de zooplancton sólo durante los períodos en que el fitoplancton de la población es extremadamente pobre. En otras épocas, el consumo solitario de zooplancteros en el erizo de la carpa plateada es a veces episódico, como señala con razón P. M. Saxena. Es significativo que las tasas de zooplancton, que tienden a aumentar en presencia de carpa plateada, sean diversas y ricas [Zelenin y Naberezhny, 1962], pero pueden no ser susceptibles a la presencia de carpas plateadas grandes.
La principal fuente de alimento de la carpa plateada en los cuerpos de agua de Moldavia son las algas planctónicas. La concentración de fitoplancton en los intestinos que monitoreamos llegó a ser del 100%. En el espectro de larvas de 45 ejemplares de carpa plateada que revisamos, identificamos 102 especies y variedades de algas planctónicas, Cyanophyta - 8, Bacillariophyta - 14, Chrysophyta - 1, Pyrrophyta - 1, Euglenophyta - 27, Volvociphyceae - 3, Protococcophyceae -45 y Desmidiales -3. La misma diversidad de los principales grupos de algas planctónicas es característica de nuestras zonas, incluidas las de la Universidad Estatal del Río Falesti, donde crecen peces que están siendo monitoreados. Los diferentes grupos de algas más importantes en la carpa plateada recolectada fueron las algas ductales y euglénicas. Estos grupos también son importantes para el fitoplancton en la mayoría de nuestras apuestas.
Antes de la biomasa, los grupos dominantes de algas en el espectro de larvas de la carpa plateada parecían ser euglenoides y azul verdosos, a menudo debido al intenso "color" del agua en el agua. Lishe en la mazorca veresnya 1962 En el espectro de larvas de la carpa plateada, el contenido de agua de diatomeas fue más importante. Cyclotella meneghiniana, la vagina media en los intestinos costaba 8 rublos. ( mesa 1). En los intestinos de grandes ejemplares de peces, el contenido de agua de las diatomeas antes de este período era de aproximadamente 16 g, o el 91% del contenido de agua de la pechuga de la larva.
tabla 1
Cambiando la población de erizos en la carpa blanca detrás de las rocas.
Componentes comida coma |
1962 b. | 1963 b. | ||||||
VI | VIII | IX | V | VI | VIII | IX | XII | |
Vaga media costilla, g |
58 | 182 | 381,5 | 455 | 350 | 597 | 523 | 359 |
comida vagabunda pecho, g |
3,5 | 9,5 | 19,2 | 17 | 8 | 25 | 29 | 3,2 |
medio índice hasta % |
563 | 524 | 428 | 376 | 221 | 421 | 556 | 89 |
tener una cita menea algas hasta erizos vagi. mama, % |
7,3 | 2 | 46 | 14 | 7 | 1,4 | 1,6 | 0,3 |
Algas | ||||||||
cianofita | 0,04 | 0,03 | 0,03 | 0,02 | 0,03 | 0,07 | 0,07 | 0,0003 |
Bacillariophyta | 0,001 | 0,02 | 8,02 | — | 0,06 | 0,03 | 0,02 | 0,0005 |
Euglenofita | 0,26 | 0,10 | 2,54 | 1,82 | 0,28 | 0,16 | 0,03 | 0,0002 |
protocolococo- phyceae |
0,005 | 0,01 | 0,05 | 0,40 | 0,07 | 0,04 | 0,03 | — |
Usyogo algas, g |
0,30 | 0,19 | 9,58 | 2,37 | 0,53 | 0,32 | 0,35 | 0,01 |
zooplancton, g | 0,06 | 0,007 | — | — | — | — | — | — |
continuación
Componentes comida coma |
1964 r. | 1965 r. | |||||
V | VII | VIII | X | IV | VI | IX | |
Vaga media costilla, g |
1450 | 1083 | 1680 | 2500 | 1377 | 3000 | 2866 |
comida vagabunda pecho, g |
46 | 33 | 21 | 6 | — | — | 26 |
medio índice hasta % |
316 | 321 | 255 | 24 | 4,1 | — | 90,3 |
tener una cita menea algas hasta erizos vagi. mama, % |
46,2 | 29 | 8,7 | 0,08 | — | — | 4,4 |
Algas | |||||||
cianofita | 22,2 | 9,60 | 1,60 | — | 0,03 | 0,001 | 2,34 |
Bacillariophyta | 0,05 | 0,01 | 0,03 | 0,002 | 0,01 | 0,004 | 0,015 |
Euglenofita | 0,60 | 0,37 | 0,06 | — | 0,03 | 0,01 | 2,81 |
protocolococo- phyceae |
0,05 | 0,05 | 0,01 | 0,003 | 0,003 | 0,02 | 0,02 |
Usyogo algas, g* |
23,5 | 10,1 | 1,62 | 0,005 | 0,04 | 0,04 | 5,91 |
zooplancton, g | 0,015 | — | — | 0,4 | 0,47 | — | — |
(* la harina de Komi se formó a partir de algas digeridas y partículas minerales)
Es significativo que en el espectro de larvas de la carpa plateada, capturada al borde, los excrementos diatómicos suministraban en gran medida alimento a las mismas algas euglenoicas y verdiazules.
En el tracto intestinal de los peces capturados cerca de Kvitna, el contenido de especies de fitoplancton era muy pobre y la cantidad promedio de algas en el coma de las larvas no excedía los 0,038 rublos en promedio. con colivanny en diferentes copias de 0,011 a 0,064 rublos. en el jarrón medio de peces en 1317, el valor del zooplancton en el coma de las larvas durante este período alcanzó su máximo: 0,047 rublos. El alga dominante en el espectro alimentario de la carpa plateada en primavera es la euglenova. En la hierba, el número de especies de algas en el espectro de larvas de la carpa plateada está aumentando notablemente, y especies como Scenedesmus quadricauda, S. bijugatus, S. arcuatus var. ornitorrinco, Crucigenia quadrata Los protococos se vuelven una parte invisible y dominan a varios individuos. Buena biomasa en pasto 1963 r. claramente superó a las algas euglenianas con una media de 1.824 rublos. principalmente para mariscos de especies como Euglena acus, E. texta, E. oxyuris, Stromobmonas acuminata var. verrucosa, Trachelomonas intermedia, Phacus orbicularis ta adentro. Algas Zagalna vaga cerca de travnі 1963 r. En los intestinos, el pescado costaba un promedio de 2.371 rublos. o 14% del agua salada de la pechuga de larva con un plato mediano de pescado 455 frotar. Ú Travna nacido en 1964 El precio medio de una pechuga de larva fue de 23.475 rublos. 46,2% de yogo zagaliy vaga. Es significativo que en los intestinos de varios ejemplares la cantidad de algas alcanzó 46.388 o el 91% del contenido de agua de la larva. La cantidad de pescado nunca superó los 1.500 rublos. Un grupo importante de algas cerca de la carpa erizo cerca de la hierba, 1964 r. azul y verde, importante Oscillatoria sp.., el precio medio fue de 22.237 rublos. con colivannies de 0,122 a 44,352 rublos. en la pechuga de larva con el índice del intestino superior según Zenkevich 24-321 ‰. Es razonable decir que este mismo tipo de algas verdiazules pesan más que los erizos en el tilo de la misma roca. La cantidad máxima de agua en este año fue de 27 g, con una vasija profunda de algas en los intestinos de 28 gy una vasija de pescado de 1800 r.
En las cerezas, el número de algas en el espectro de larvas de la carpa plateada es insignificante. Esto se explica por el hecho de que durante este período, como establecimos [Shalar, 1963], el desarrollo del fitoplancton en las aguas de Moldavia experimentó una disminución significativa, debido a cambios en los factores meteorológicos e hidrológicos. Durante este período, la mayor parte de la pechuga de larva consistía en partes de mula y aderezos. El lugar más importante entre las algas en los intestinos de la carpa plateada, extraída de la carpa roja, lo ocupaba Scenedesmus quadricauda, S. acuminatus, Coelastrum sphaericum, Cyclotella sp., Synedra ulna, vidi Euglena, Phacus, Trachelomonas, y los azul verdosos con mayor frecuencia se volvieron más densos durante este período Oscillatoria sp. ta Merismopedia tenuissima. Todas estas especies en ese momento son dominantes en las tasas de fitoplancton. En el tilo, la hoz y especialmente en el brezo, el fitoplancton comienza a desarrollar algas verdiazules masivas. Aphanizomenon flos-aquae Y, como resultado, se vuelve dominante en las pechugas de la carpa plateada. Así, por ejemplo, en la primavera de 1965. Esta alga está repleta de Microcystis aeruginosa, como se puede comprobar en mesa I, situando la media en 2.338 rublos. y en los intestinos de su vagabundo llegó a 4.672 rublos. para el del medio 3000 rublos. Está claro que, contrariamente a lo que afirma R. A. Savina, en los cuerpos de agua que hemos observado, la carpa plateada se alimenta indiscriminadamente de todo tipo de algas que crecen en el plancton. Especies masivas de fitoplancta continúan dominando el espectro de larvas de peces que hemos rastreado. No fue posible detectar la vitalidad de la carpa plateada con las especies de algas cantoras, que es poco probable que desaparezcan.
Durante el invierno, tras las precauciones tomadas con los bebés nacidos en 1963, la cantidad de algas en el intestino de los peces no superó los 10 mg. La diversidad de algas en el espectro del suministro de alimento de la carpa plateada durante el invierno se volvió casi imposible de ver: Lobomonas denticulata, Cyclotella sp., Trachelomonas sp. ta Oscillatoris sp. Es significativo que el fitoplancton en estas tasas sea extremadamente pobre, y la información aquí presentada parece ser característica de ellos durante este período.
Por lo tanto, los cambios en el espectro alimentario de la carpa plateada a lo largo de las estaciones dependerán en gran medida de los cambios estacionales en el fitoplancton en las tasas. Esta posición también se ve confirmada por un cambio en el índice de superficie, que durante el período de desarrollo del fitoplancton alcanza valores máximos ( mesa 1). Y el hecho de que la carpa plateada se alimente de todo tipo de algas que crecen en el plancton revela el gran potencial de una mayor distribución en las aguas de Moldavia de estas valiosas especies de peces, ricos en fitoplancton claro y amargo.
Lista de organismos que se encuentran en los intestinos de la carpa plateada y cientos de ellos.
nombrar los organismos | reunió té- venganza % |
nombrar los organismos | reunió té- venganza % |
cianofita |
Protococcophyceae |
||
Daclylococcopsis irregularis GM Smith |
2 | Schroederia setigera (Schroed) Lemm. |
51 |
Merismopedia tenuissima Lenim |
37 | Sch. espiral (Printz) Korschik. |
2 |
Micricystis aeruginosa Kütz. |
22 | Lambertia ocellata Korschik. | 2 |
M. pulverea (Madera) Forti |
7 |
Pediastrum boryanum |
7 |
Gomphosphaeria lacustris chod |
14 | P.dúplex Meyen | 4 |
Aphanizomenon flos-aquae |
40 |
tetraedro caudatum |
4 |
Oscillatoria sp. | 100 | T. minutissimum Korchik | 4 |
Romeria leopoliensis (Racib.) |
2 | T. yunque (Teiling) GM Smith. |
2 |
Bacillariophyta |
Oocystis borgei Nieve | 4 | |
Melosira granulata (Ehr.) ralf |
2 | Oocistis sp | 24 |
Melosira sp. | 2 |
Ankistrodesmo |
20 |
Cyclotella meneghiniana Kutz |
90 | A. acicularis (A. Br.) Korschik. |
40 |
Synedra actinastroides Lemn |
2 | A. arcuatus Korschik. | 33 |
S. cúbito (Nitzsch) Ehr. | 9 | Nace A. Angustus. | 61 |
Rhoicosfenia curvata (Kütz.) Grun. |
2 | A. falcatus (Corda) Ralfs | 4 |
Návcula sp. | 20 | Recto de hialorafidio Korschik. |
15 |
Pinnularia sp. | 2 | H. contorlum Pasch. y Korschik. |
4 |
Caloneis anfisbena |
2 |
H. contortum var. |
4 |
Gyrosigmasp. | 2 |
Kirchneriella obesa (Oeste) |
20 |
Nitzschia acicularis W. Sm. | 4 | K. lunaris (Kirchn.) Moeb. | 9 |
N. inversa W. Sm. | 3 | Dispora crucigenioides Imprimirz. |
2 |
Nitzschiasp. | 50 |
Dictyosphaerium |
11 |
Surirella ovata Kütz. |
14 | Coelastro sphaericum Naeg. |
13 |
crisofita |
C. microporum Naeg. | 16 | |
Goniochloris fallax Fott |
7 | Crucigenia apiculala Schmidle |
15 |
pirrofita |
C. fenestrata Schmidle | 15 | |
Glenodinio sp. | 4 | C. tetrapedia (Kirch.) W. y W. |
37 |
Euglenofita |
C. quadrata Morren | 4 | |
Trachelomonas volvocina |
2 |
tetrastrum |
4 |
T. intermedia Dang. |
31 | T. glabrum (Rollo) Ahlstr. Ef Tiff. |
13 |
T. abrupta Swir. |
19 | Actinastrum hantzschii var. Schroed fluvial. |
9 |
T. planctonica Swir. |
29 | A. hantzschii var. grácil Rollo |
33 |
T. rollo asimétrico. |
15 | Escenadesmus obliquus (Turp) Kütz. |
7 |
T. bernandinensis |
4 | S. acuminatus (Lagerh.) Chod. | 64 |
Trachelomonas sp. |
80 |
S. acuminatus var. biseriatus Reinh |
23 |
Strombomonas acuminata var. Teod verrucoso. |
15 | S. acuminatus var. elongatus smith | 7 |
S. deflandrei (Rollo) Defl. | 2 | S. bijugatus (Turp.) Kütz. | 33 |
S. fluviatilis (Lemm.) Defl. | 11 | S. arcuatus var. ornitorrinco Smith. | 7 |
S. Treabii (Wolosz.) Defl. | 2 | S. apiculatus (W. y W.) Chod | 2 |
Euglena polimorfa Dang. | 2 | S. brasiliensis Bohl | 2 |
E. spathirhyncha Skuja | 4 | S. quadricauda (Turp) Breb | 73 |
E. texta (Duj.) Hübner | 24 |
S. quadricauda var. eualternans Proschk. |
2 |
E. vermicularis Prosch.- Lavr. |
2 | S. opoliensis Richt | 9 |
E. acus Ehr. | 73 | S. opoliensis var. alatus Deduss. | 2 |
E. oxyuris Schmarda | 25 | S. protuberans Fritsch. | 17 |
Euglena sp. | 40 |
Desmidiales |
|
Óvulo de Lepocinclis (Ehr.) Visón. |
2 | Closterium acicularis | 2 |
Lepocinclissp. | 7 | Closterium sp. | 26 |
Phacus curvicauda Swir. |
22 | Cosmarium sp. | 2 |
Ph. arnoldii Swir. | 29 |
rotatoria |
|
Phacus pleuronectes (Ehr.) Duj. |
4 | Brachionus angularis | 4 |
Ph. orbicular de Hübner | 29 | bennini | 2 |
Ph. longicauda (Ehr.) Duj. | 4 | Queratella cochlearis | 2 |
Ph. longicuda var. tortus Lemm. | 9 | Lecano sp. | 2 |
Facus sp. | 33 | Colurella adriática | 7 |
volvociphyceae |
Asplanchna sieboldi | 2 | |
Lobomonas denticulata Korsch. |
4 |
cíclopidos |
|
Phacotus coccifer Korsch. | 11 | cíclope nauplio | 9 |
Pandorina morum (Müll.) Bory |
4 | Etapa copyopidita de cíclope | 15 |
cladócero |
Acantocyclops vernalis | 11 | |
Dafnia juvenil | 2 | cíclope vicinus | 11 |
Moina Dubia | 2 | Paradiptomus alluaudi | 4 |
Leydigia leidigii | 2 | ||
Alona sp. | 2 | ||
Chydorus sphaericus | 2 |
LITERATURA
Zelenin A. M., Naberezhny A. I. Antes de alimentar con carpa herbívora (Ctenopharyngodon idella Vab) y carpa plateada (Hypophtalmichthys molitrix Vab.) en Moldavia. Recursos biológicos del agua en Moldavia, 1962.
Savina R. A. Cosecha de la carpa blanca. El sábado: desarrollo de peces portadores de algas en Ribogospodarsk. M., 1966.
Saxena R. A. Algoflora de la granja estatal del río Kalgan-Chirchik y el suministro de alimento de la carpa plateada extrema. Autor. Doctor. disertación, 1965.
Shalar V. M. Características del desarrollo del fitoplancton en el embalse de Dubossary. Resumen del doctorado. disertación, 1963.
© 1970. Los derechos de autor del artículo pertenecen a V.M. Shalar, A.M. Zelenin, A.I. Naberezhny, N.I. Yalovitsky (Instituto de Zoología, Academia de Ciencias de la República Socialista Soviética de Moldavia).
Se permite la reproducción y copia del artículo siguiendo las instrucciones del autor y las instrucciones enviadas a la página, |
Algas planctónicas (fitoplancton)
El fitoplancton es un conjunto de algas diminutas, en su mayoría microscópicas, que flotan libremente en el agua. Este es el principal grupo ecológico de algas que produce agua orgánica primaria, sin la cual es imposible detectar toda la vida en un cuerpo de agua. Durante el proceso de evolución, las algas planctónicas desarrollaron estructuras bajas que les permitieron permanecer cerca del agua durante mucho tiempo. En las algas planctónicas, que no tienen flagelos, una mayor flotabilidad se logra mediante una forma corporal significativa y la presencia de diversas estructuras y apéndices, cerdas, apéndices córneos y peretinok ta in. Otras formas de algas planctónicas están representadas por colonias planas o vacías, que son claramente visibles en forma de limo. Muchas algas se acumulan en el clímax del río con menos de un alimento (por ejemplo, grasa, aceite) o crean vacuolas de gas. Una de las características de las algas planctónicas, que les permite existir en aguas comunes en una zona determinada, es su diferente tamaño corporal. Debido a su menor tamaño y, por tanto, a su pequeña masa, las algas planctónicas no se hunden tan rápidamente hasta el fondo con el agua.
Las algas planctónicas se encuentran en cuerpos de agua de gran altitud, como lagos, cuencas de drenaje y pequeños lagos. El fitoplancton típico es especialmente característico de las grandes masas de agua.
Dependiendo de su tamaño, las algas fitoplanctónicas se dividen en mesoplancton, microplancton y nanoplancton.
Las algas de 1 a 5 mm de tamaño son transportadas al fitoplancter mesoplanctónico. Este es un grupo innumerable de organismos coloniales. Esfaeronostoc kihlmani ta in.). Las algas con un tamaño corporal de 50 µm a 1 mm pertenecen al grupo de los organismos microplanctónicos. Los organismos nanoplanctónicos cubren el cuerpo con un tamaño inferior a 50 micrones. Al recolectar muestras de una capa planctónica, el hedor atraviesa fácilmente el tejido seco.
En el plancton de agua dulce, la mayor diversidad se encuentra en los verdes, las diatomeas y los cianos. Entre las verdes, están claramente representadas las especies (especies) de Volvox unicelulares, cenobiales y coloniales. clamidomonas, gonio, pandorina, eudorina, volvox) y Chlorococcus (especies del río Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus, etc.). Los representantes característicos de las algas diatomeas en el plancton son especies de marquesinas. melosira, Fragilaria, tablaria, Asterionella, Ciclotella. Los zianos a menudo y claramente se forman como plancteria. microcistis, Anabaena, Afanizomenon, gloeotricia ta adentro. De las formas flageladas del plancton de agua dulce, los dinófitos primarios - ceracioі peridinio; De los dorados - tipos de marquesinas. Dinobryon, Mallomonas, uroglena, Sinura ta en.; de euglenoides - tipos de marquesinas traquelomonas, faco, euglena Y los restos claramente se desarrollan en otros cuerpos de agua, que se calientan bien.
En aguas blandas de aguas pantanosas y aguas, se desarrolla el número de representantes de desmidea: tipos de marquesinas. clausterio, cosmario, Euastrum, estaurastro, microsterias, xantidio, desmidium ta adentro.
En diferentes masas de agua y cursos de agua de Bielorrusia se han observado cerca de 1.000 especies de algas planctónicas.
La composición de especies del fitoplancton varía en número en diferentes cuerpos de agua y se puede encontrar en un cuerpo de agua en diferentes momentos, y se encuentra entre la totalidad de los funcionarios ricos. Los más importantes son la luz, la temperatura y las condiciones químicas, así como los aportes antropogénicos. En algunos casos, esto conduce al agotamiento del fitoplancton, en otros, a un aumento significativo de su productividad. Cuando una gran cantidad de corrientes biogénicas ingresan al agua, se produce un desarrollo turbulento de algas planctónicas, que convierten el agua en colores verde, azul verdoso y otros. Este fenómeno dio origen al nombre de “color” del agua, cuando 1 litro de agua contiene millones de células de algas planctónicas. Como resultado de su distribución masiva se puede ver una avalancha de agua y otras sustancias tóxicas que pueden provocar la muerte de las zoocenosis por el agua. Se deben tener en cuenta los rastros de sustancias tóxicas que parecen ser causados por diversas algas (por ejemplo, especies microcistis) en el proceso de su vida.
El efecto de la iluminación como agente medioambiental se manifiesta claramente en la división vertical del fitoplancton. En los lagos, por ejemplo, las algas planctónicas permanecen en la superficie del agua, pero pueden desarrollarse a una profundidad de 10 a 15 m. La mayoría de los tipos de cianuros se desarrollan con mayor intensidad en el verano. Entonces, las algas de las marquesinas. microcistis, Anabaena, Afanizomenon En la masa sólo se desarrollan las claras de la superficie del agua. Los mensh pueden alcanzar las algas de diatomeas ligeras. La mayoría de ellos, en las aguas poco profundas del lago y las cuencas de drenaje, se desarrollan más intensamente a una profundidad de 2 a 3 m.
El factor temperatura es también uno de los factores más importantes que afectan al fitoplancton. Hay especies que se desarrollan con menos frecuencia en masas de agua fría; Podrás ver lo que es ver aguas con agua tibia. Hay muchas algas en los edificios donde se puede vivir cerca del agua, donde el rango de temperatura de Kolivan es aún mayor.
Dado que en diversas especies de algas planctónicas no se mantiene la temperatura óptima, se produce un cambio en el patrón de estaciones de las especies (sucesión estacional). El ciclo vegetativo del fitoplancton comienza en Birch-Kvitna. En este momento, los plankters masivos tienen diferentes flagelados. cromulina, criptomonas, el número de especies de diatomeas de aguas frías está aumentando – melosira, diatoma. Durante la otra mitad de la primavera, el complejo de diatomeas de agua fría se desarrolla rápidamente. Las afluencias parecen ser diatómicas de aguas moderadamente cálidas. Asterionella, tabellaria, Las algas verdes y verdiazules se desarrollan más intensamente. En la otra mitad del verano, las algas verdes y azules alcanzan su máximo desarrollo, lo que puede provocar la “coloración” del agua. Las diatomeas durante el período incluyen representantes de las marquesinas de aguas cálidas. Fragilariaі melosira granulada. En primavera, las diatómicas de agua fría junto con las algas verdiazules comienzan a desarrollarse más intensamente, que seguirán desarrollándose.
El agua natural contiene diversos compuestos químicos necesarios para el desarrollo del fitoplancton. Los más importantes son las sales minerales (elementos biogénicos). De las sales minerales para el desarrollo del fitoplancton (y las algas) se encuentran las sales necesarias de nitrógeno y fósforo. Por regla general, en las zonas acuáticas hay una clara falta de agua. Los elementos de la alimentación de las algas incluyen saliva y calcio. Las algas codiciosas son ricas en especies diatómicas y desmidium. El silicio es necesario para moldear la cáscara de las diatomeas. El magnesio, el potasio y el azufre también son elementos esenciales para las algas, pero el agua siempre tiene una cantidad suficiente.
Las algas planctónicas son las principales, y a menudo las únicas, productoras de materia orgánica primaria, necesaria para la supervivencia de todos los seres vivos en los cuerpos de agua. Las algas planctónicas participan activamente en la autopurificación del agua. A partir de algas planctónicas sumergidas se forman mulas, sapropeles y otros depósitos. Las algas planctónicas se forman como indicadores de obstrucción del agua. El hedor puede ser una fuente de proteínas, vitaminas y huertos para muchas industrias.
Neuston
Las algas y criaturas friccionales que permanecen cerca de la zona de flujo superficial del agua son transportadas al neuston. El epineuston se divide en organismos que viven por encima del fluido superficial, y el hiponeuston es el organismo que se adhiere al fluido superficial que se encuentra debajo.
Muy a menudo, los organismos neuston se pueden encontrar en otros cuerpos de agua (cerca de Kalyuzhs, zanjas, cursos de agua) en climas tranquilos. Representantes de varios grupos sistemáticos ingresan al almacén de Neuston: Golden Waters ( kremastocrisis, cromulina), Evglenovi ( euglena, traquelomonas), Zeleni ( clamidomonas, cremastocloris, nautococo), Zhovtozeleni ( Botrydiopsis).
Durante el proceso de evolución, muchas algas Neuston crearon dispositivos especiales para dispersarlas en la superficie. Tales dispositivos incluyen, por ejemplo, copas de moco y trajes de baño.
Las cuñas de estas algas a menudo sobresalen más de la mitad de la superficie del agua debido a que sus membranas son perjudiciales al mojarse con agua. Cuando hace viento, las tablas pueden quedar completamente atrapadas en el agua, pero cuando el viento es demasiado fuerte, las bombillas de viento estallan en llamas, haciendo que el vino flote hacia la superficie.
En varios episodios de algas neuston, las capas se desarrollan intensamente, cubriendo el agua con una gruesa capa de líquido.
Algas bentos (fitobentos)
A las algas bentónicas se pueden llegar mediante las mismas formas que crecen en el fondo del agua. Las algas bentónicas se asentaron antes de secarse en diversos objetos sumergidos en agua, así como en organismos vivos y muertos ubicados cerca del agua. Estas formas de algas que entran en el grupo de acumulación a veces se denominan algas perifiton.
Las algas más importantes del bentos son varias algas verdes, carofíticas, diatómicas, azul verdosas y amarillo verdosas.
A partir de algas verdes en cuerpos de agua de diferentes tipos, los tipos de marquesinas a menudo se condensan. cladófora, rizoclonio, edogonio, Ulothrix, estigeoclonio, Draparnaldia Este es el talo de la cladófora, que tiene un punto duro, llamado arbusto de color verde oscuro. El talo del rizoclonio está compuesto de hilos ligeramente blandos y, a veces, no gelificantes. Ambos representantes pueden quedar absorbidos por el sustrato y producir espacios embarrados de larga duración. El talo del edogonium está representado por hilos suaves e ininterrumpidos con copas, a veces oogonios esféricos y células fraccionarias: anteridios. Ulotrix se puede ver en la apariencia de céspedes de color verde brillante que se pliegan en hilos y no se vuelven sedosos. Crece sobre varios sustratos duros que se encuentran cerca de la superficie del agua. En la aparición de pequeños mechones mucosos que se adhieren a las raíces sumergidas de los crecimientos y otros sustratos, se pueden detectar estigeoclonio y draparnaldia.
Los tálamos más grandes con desmembramientos plegados están influenciados por algas químicas. Hara y nitella se encuentran a menudo en lagos y ríos con un fondo fangoso con la apariencia de densos chagarniks.
En el fondo del agua se forman a menudo y claramente varias algas de diatomeas: pinnularia, navícula, girosigma, cimatopleura, diatoma, Fragilaria ta adentro.
De las algas verdiazules, formas bentónicas: el rango principal. oscilatoria, Lyngbya, formidio, Nostoc. Partes de algas verdiazules que cubren el fondo con agua se unen y compactan el sustrato. En un sustrato de este tipo es más fácil que otras algas bentónicas se asienten y crezcan. En las algas de color amarillo verdoso, a menudo se desarrollan formas bentónicas. Vaucheríaі Tribonema. En el primero, la cintura está formada por hilos gruesos ligeramente gelificados sin particiones, en el otro, por hilos septados y sin hilos.
De las algas que parecen hilos no adheridos al sustrato, que se desarrollan en ríos, acequias y otros pequeños cuerpos de agua, así como cerca de la zona costera de grandes lagos y embalses, es significativo espirogira, Zygnema, Mougeotia, oscilatoria, Lyngbya. Junto a ellos, en estos mismos lugares de residencia, están ampliamente representadas una variedad de algas diatómicas.
Partes de las algas a menudo forman grandes membranas mucosas que flotan en la superficie del agua durante el día y se hunden hasta el fondo durante la noche. El tono de color verde brillante es característico del alga zygnema, el marrón verdoso, del cian.
Cerca de la parte costera de los ríos, en acequias, arroyos, arroyos, donde el agua tiene mucha agua que contiene nitrógeno, se desarrolla. hidrodictión reticulado. Esta alga tiene una malla que alcanza los 1,5 m a la vez.
En el fondo de aguas poco profundas y aguas estancadas, en medio de matorrales de chagarka y algas filamentosas, a menudo se desarrollan algas unicelulares no adheridas ( z clorococo, hipnomonas, clausterio, cosmario ta in), valioso ( Escenadesmo, Pediastro ta in), formas coloniales mucosas ( tetraspora, glo eocloris ta in.). Todo el hedor no implica una adherencia especial a la forma de vida inferior. Acciones de ellos ( Escenadesmo, Pediastro) є formas opcionalmente bentónicas y opcionalmente planctónicas.
El crecimiento de algas bentónicas como organismos fototróficos requiere luz. En embalses con diferentes grados de claridad del agua, las algas bentos se distribuyen verticalmente de diferentes maneras. Sin embargo, la esfera superior está poblada de algas de color verde claro más potentes. Las esferas más bajas están pobladas por diatomeas. Son saprótrofos típicos que pueden vivir en grandes profundidades, excavando en lo alto de la mula y en la arena.
Cerca de ríos y arroyos se produce un desarrollo intensivo de algas bentónicas, lo que resulta en una mezcla constante de agua. En tales áreas de algas, el agua contiene más acidez y corrientes biogénicas (vivas). Por lo tanto, las algas bentónicas, que se desarrollan en los desagües del agua, superan las ventajas en el nivel de las algas, que viven cerca de cuerpos de agua estancados. Los cuerpos de agua con poca profundidad, flujo de agua débil y suelos duros en los que se depositan excedentes orgánicos son muy favorables para la residencia de algas bentónicas.
algas perifiton
Las algas perifiton incluyen algas que crecen en diversos organismos vivos (algas acuáticas espesas, algas pequeñas, criaturas acuáticas) y en la superficie de diversos sustratos sólidos, tanto artificiales (palmeras, muelles, tierra, carne, etc.), rocas como bajo el agua. tocones enterrados en agua; hojas muertas de árboles y hojas de té, etc.). Las algas Periphyton se eliminan del fondo y, de acuerdo con las formas del fondo, viven en diferentes regímenes de luz, temperatura y trófico. Se adhieren al sustrato mediante órganos especiales (planta de pie, pies, membranas mucosas) o la superficie mucosa del deshielo.
El almacén de perifiton incluye algas de varios grupos sistemáticos, que están controlados por representantes de la especie. clorofita, cianofita, Bacillariophytaі xantofita.
Z viddilu z clorofita los tipos más familiares Ulothrix, Edogonio, aphanochaete, Caracio. Los representantes de Veddilu aparecen a menudo en el entorno. cianofita (oscilatoria, Lyngbya, rivularia, gloeotricia), que se adhieren a sustratos submarinos para obtener moco adicional. Amplia y claramente cómo se representan las algas perifiton. Bacillariophyta: Gomphonema, que se adhiere al sustrato con ayuda de membranas mucosas o hebras; navícula Lo que puede estar presente en la membrana mucosa o estar vivo en los tubos mucosos; coconeis, que se ajusta perfectamente al sustrato con la silla inferior. z xantofita cómo los tipos de dosel se vuelven más comunes en el perifiton Vauchería, Tribonema, heterococo.
El sustrato más apetecible para las algas perifiton son los hilos. cladófora, Vauchería, Edogonio. En los hilos de limo, el conjugado y las algas no se desarrollan.
Varias especies de algas perifiton ( tetraspora, Caracio, Apiocystis y también) se asienta en sustratos altamente densos en nutrientes. Є representantes con una especialización limitada al sustrato (por ejemplo, Heterococcus mucicola se desarrolla en el moco Coleoqueto pulvinata).
Las algas Periphyton, junto con otros organismos que crean las condiciones ambientales, desempeñan un papel importante en la convivencia con el agua. El hedor de la producción orgánica del habla, alimento de las criaturas acuáticas, se utiliza como indicador de la acidez del agua. Este es un biofiltro natural con agua. Su papel negativo radica en el hecho de que se pueden detectar malos olores en depósitos de agua, tuberías y también provocar crecimiento en objetos importantes y de otro tipo, como por ejemplo, un momento difícil cerca del agua.
Algas terrestres y aerofíticas
Dudan en cuencos de agua sobre diferentes sustratos duros, afilados hasta la superficie. Por eso también se les llama algas ventosas. Los sustratos típicos para ellos son la corteza de los árboles, los viejos parques de madera, los dakha budinki y la piedra.
Los humedales de estas algas se caracterizan por frecuentes cambios de temperatura, precipitaciones breves, niebla y rocío. Las algas terrestres, que no se ven afectadas por las mentes hostiles de la vida, a menudo se desarrollan a un ritmo elevado, formando sedimentos, cuajadas y líquidos en forma de polvo o moco en la superficie de los sustratos.
Desde los dispositivos adaptativos de los aerófitos hasta las mentes hostiles de la vida, hay un fuerte engrosamiento de las paredes del cliente; adelgazar las membranas mucosas para que el agua pueda absorberse durante mucho tiempo; acumulación de una gran cantidad de lípidos en las células; facilidad de desintegración de los tálamos durante la propagación vegetativa en el tejido circundante.
Antes de los hostiles asentamientos terrestres, la vida era sólo cuestión de decenas de algas. Hay literalmente cientos de especies. Todos los olores son de dimensiones microscópicas. Entre ellos se encuentran unicelulares, coloniales y algunos, la mayoría de los cuales son de color verde y azul verdoso, con menos probabilidad de ser representantes de algas diatomáceas.
Haz que crezcan algas verdes en la corteza de los árboles. Son visibles en todas partes y claramente. pleurococoі Trentepohlia. El primero crea una capa verde brillante en la base de los troncos, el otro les da a los troncos una corteza entera de cerezo. Estas mentes pueden verse forzadas por otras algas verdes: clorela, clorococo, estichococo.
Las algas que se depositan sobre los musgos son menos perceptibles. La crema de las algas verdes, sobre los musgos hay diatomeas, amarillo verdosos y azul verdosos.
Algas terrestres o edafófilas
Las algas del suelo se acumulan tanto en la superficie del suelo como en el suelo, en una superficie de unos pocos centímetros. El suelo, como lugar de origen, se caracteriza por variaciones en el contenido de humedad y temperatura. La superficie del suelo sufre una fuerte insolación, las bolas de tierra deben permanecer más profundas, no el tiempo suficiente, o la luz desaparecerá por completo. En la superficie del suelo, las algas son fotótrofas, mientras que en el suelo, las algas se consumen como saprótrofas.
El núcleo de suelo puede verse como un núcleo que ocupa una posición intermedia entre el núcleo de viento y el de agua. Es a través del suelo que muchas algas llegan al modo de vida terrestre.
Se han identificado casi 2.000 especies de algas terrestres. La mayor cantidad de ellos son azul verdosos y diatómicos. Es aconsejable sacrificarles los verdes amarillos. Ocasionalmente, son comunes los goldens, euglenoves y dinophytes.
Muchas algas subterráneas crean moco, que protege las células de la desecación y las temperaturas extremas. La alta resistencia a la afluencia de factores desagradables en el agua media se debe a la alta viscosidad del citoplasma y a la alta concentración de savia de celulosa.
En la superficie del suelo, especialmente a lo largo de los bordes del kalyuzh, a menudo se vuelve irregular. botridio. En zonas húmedas y con sombra, pueden desarrollarse algas verdes en el suelo. Estigeoclonio, contenido de agua de color amarillo verdoso Vauchería, así como en un cuerpo parecido a una palmera con células individuales clamidomonas, mesotenio. En suelos muy contaminados con contaminantes de amonio, el crecimiento de placas verdes suele ser acuoso. prasiola. En estos lugares de residencia pueden desarrollarse algas verdiazules (por ejemplo, formidio) y también se les llama algas nitrófilas.
A las algas terrestres típicas se les debe llevar clorococo humicola, Bumillería sícula, ver Botrydiopsis, pleurocloris magna, Monodus acuminada, heterotrix exiliados, navícula mutica, Pinnularia boreal, Hantzschia anfioxis.
Existen diferentes métodos para recolectar y tratar las algas. Esto se debe tanto a la similitud ecológica y morfológica de representantes de diversas ramas y grupos ecológicos, como a la diversidad de objetivos y enfoques para su desarrollo. Aquí es imposible dar más detalles sobre todos los métodos de extracción de agua, especialmente los silenciosos, que tienen como objetivo lograr objetivos especiales. Por lo tanto, en esta sección nos centraremos en los métodos de recolección e inoculación de algas de aguas continentales con fines de estudios florístico-sistemáticos e hidrobiológicos.
Debido a que la mayoría de las algas tienen dimensiones microscópicas, normalmente es posible detectarlas con ojo imparcial en procesos naturales, por regla general, sólo después de un desarrollo mental que requiere un cambio en la fermentación del agua para: agua, suelo u otro sustrato (“color” del agua, “color” del suelo y pulg.). La cantidad de algas no es tan importante; Al recolectar material, se debe realizar un rastreo en el caso de que la investigación más importante del sustrato no permita marcarlo con el ojo desprotegido.
Métodos de muestreo de fitoplancton.
La elección del método para recolectar muestras de fitoplancton depende del tipo de reservorio, la etapa de desarrollo de las algas, la tarea de investigación, la disponibilidad de equipo, etc. . Sin embargo, en la mayoría de los casos, los diferentes métodos de concentración directa de microorganismos se estancan. Uno de estos métodos es filtrar agua a través de membranas planctónicas de diversas estructuras (Fig. 7.1).
Pequeño 7.1. Medidas planctónicas: 1-3 – Medidas de Apshtein; 4 – dobladillo burdeos; 5 – vaso delante; 6 - marco cilíndrico "zepelin"
La malla de plancton se forma a partir de un anillo de latón y un tamiz cosido al extremo de un tamiz de nailon o nailon nº 77, que contiene 5929 mallas por 1 cm 2 . El diagrama del devanado del cono para el límite del plancton se muestra en la Fig. 7.2. La estrecha abertura de salida de la bolsa en forma de cono está firmemente unida a la botella, que conduce a un tubo visible, cerrado con un grifo o un sello Mora. Al recolectar agua de la superficie del plancton, baje la malla de plancton al agua de modo que la abertura superior de la malla quede entre 5 y 10 cm por encima de su superficie. Con un recipiente de un litro, saque agua de la bola de superficie (hasta 15-20 cm de profundidad) y viértala en el espacio, filtrando de esta manera 50-100 litros de agua. En grandes masas de agua, las muestras de plancton se toman de la superficie. En este caso, se recomienda tirar de la cerca de plancton con una cuerda delgada detrás de la superficie que se está derrumbando, con una longitud de 5 a 10 min.
Para acumulaciones verticales de plancton, utilice barreras de diseño especial. En los embalses pequeños, las muestras planctónicas se pueden recolectar de la orilla caminando paso a paso hacia el agua, recogiendo agua con cuidado con una taza frente a usted y filtrándola a través de una medida, o arrojando una medida con un hilo fino en el agua y tirando con cuidado. Una vez terminada la recogida del plancton, enjuaga la malla de plancton, bajándola una vez en agua hasta el anillo superior para eliminar las algas que se han acumulado en la superficie interior de la malla. La muestra de plancton se concentra de tal manera que se encuentra en un recipiente de plancton y se vierte a través de un tubo visible en un frasco o cuenco preparado al fondo. Antes de cosechar la mazorca y después de terminar de recolectar muestras, es necesario enjuagar bien y, una vez finalizado el trabajo, secar las capas en una funda especial. A menudo, las muestras de plancton se pueden cultivar en estado vivo o fijo.
Para obtener una imagen clara del fitoplancton, seleccione muestras del suelo. Este método se puede utilizar para recolectar muestras y medir la cantidad de agua filtrada a través del agua y la muestra recolectada. Sin embargo, es necesario recolectar muestras de una gran cantidad de fitoplancton utilizando dispositivos especiales: batómetros de diferentes diseños (Fig. 7.3). Ampliamente estancado en la práctica, habiendo eliminado el batómetro del sistema Rutner (div. Fig. 7.3, 1). La parte principal es un cilindro de metal o plexiglás con una capacidad de 1 a 5 litros. Ajuste las tapas superior e inferior para cerrar herméticamente el cilindro. Baje el batómetro al agua usando las tapas cerradas. Cuando se alcanza la profundidad requerida, debido al fuerte aplastamiento del carrete, las tapas se cierran, las aberturas del cilindro se cierran y el cilindro es arrastrado hacia la superficie cuando está cerrado. Lleno los cilindros con agua a través del tubo del barril, con un grifo, y los vierto en el recipiente preparado.
Al inocular fitoplancton de las esferas de agua superficial, las muestras se recolectan echando agua en un recipiente. En cuerpos de agua con poco fitoplancton, es importante recolectar muestras con un volumen de al menos 1 litro en paralelo con el muestreo marginal, lo que permite capturar numerosos objetos uniformemente grandes. En cuerpos de agua ricos en fitoplancton, el volumen de la muestra ácida se puede cambiar a 0,5 lo hasta 0,25 l (por ejemplo, con agua “coloreada”).
La concentración de muestras sólidas de fitoplancton se puede realizar mediante dos métodos, que dan aproximadamente los mismos resultados: sedimentación y filtración. La condensación de las muestras mediante el método de precipitación se lleva a cabo después de su fijación previa y de permanecer en un lugar oscuro durante 15 a 20 días, apretando la bola de agua del medio con un tubo de vidrio, uno de los extremos del cual se dibuja con un tamiz número 77 cerca. las bolas y conectar la otra con una manguera de goma. El examen debe realizarse con mucho cuidado y cuidado, para no permitir que se rompa el asedio y quede expuesta la superficie de la bola. La muestra se espesa de esta forma y, una vez muerta, se transfiere a un vaso más pequeño.
Al condensar muestras mediante el método de filtración, utilice filtros "frontales" y, si es necesario (ya que el tamaño de los organismos planctónicos es muy pequeño), utilice filtros bacterianos. En este caso, las muestras de agua no se fijan previamente y el fitoplancton se recolecta de organismos vivos. Para garantizar la conservación adecuada del filtro, fíjelo en el centro.
Métodos para recolectar muestras de fitobentos.
Los métodos habituales para recolectar muestras de fitobentos implican recolectar algas, que se colocan en la superficie de los suelos y depósitos del fondo, en ellos (profundidad de hasta 1 cm) y en una bola de agua del fondo específica con un espesor de 2-3 cm. . El depósito de especies de fitobentos de Vivcheniya es suficiente para extenderse sobre la superficie de las inserciones del suelo. En aguas poco profundas (hasta 0,5-1,0 m de profundidad), puede alcanzar otro tubo de ensayo o sifón que se baja hasta el fondo: una manguera de goma con tubos de vidrio en los extremos, en la que se empapa el rollo de repollo (Fig. 7.4, 1). ). A grandes profundidades, las muestras se recogen mediante un tamiz o botella sujeta a un palo, así como con rastrillos cortados, “tripas”, dragas, dragas, bombas de succión, que son las más simples de las bombas de succión preparadas y manuales (Fig. 7.4, 2). La parte principal de este dispositivo es un tubo en forma de U con extremos desiguales. Se conecta un tubo de metal delgado al extremo corto del tubo, hasta que se conecta una manguera húmica larga al extremo largo. En este extremo del tubo en forma de U, detrás de un tapón húmico, se fija un matraz de cuello ancho. Se fija una varilla al extremo largo y abierto del tubo. El accesorio detrás del carrete se baja al fondo del depósito de agua, donde, bajo la influencia del agua, el extremo largo del tubo en forma de U corta la carcasa inferior; Después de este extremo de la manguera de goma, que queda en la superficie, se presiona en su lugar, permitiendo que salga el viento, y se fuerza a la mula a entrar en el frasco a través del otro extremo del tubo. Luego se coloca el utensilio en la superficie y, en lugar de los frascos, se transfiere a la preparación para probar los platos. Para recolectar grandes muestras de fitobentos, use un microbentómetro Volodymyrivna. La parte principal es un tubo de latón de 25-30 cm de largo con un diámetro interior de 4-5 cm, sobre un soporte sobre el que tapar la zona del corte interior del tubo. En el extremo superior de este tubo hay un casquillo con tapa en forma de cono, en el que debe encajar herméticamente la válvula-capuchón de tierra (Fig. 7.5). Se baja hasta el fondo un tubo con la tapa abierta sobre una varilla de madera desmontable y el extremo inferior afilado se corta en el suelo del fondo unos pocos centímetros. Después de tirar del carrete unido al extremo fuerte de la cuerda, cierre la funda superior con la tapa del tubo, después de lo cual el accesorio se tira con cuidado hacia la superficie. Cuando el tubo sale del agua, el orificio inferior del tubo se cierra herméticamente para evitar que la tierra se caiga. Después de abrir la tapa, vierta con cuidado las bolas superiores de agua cerca de la cristalería hasta que aparezca el kalamut. Vierto una porción de agua por la borda para vengar el plancton. El agua que queda en la tubería o la tierra es fácil de triturar y transferir de los preparados a los platos de prueba, habiendo congelado previamente su volumen. Microbentómetro Volodymyrovy de mano a profundidades de 2,0 a 2,5 m.
Pequeño 7.4. Preparado para la recolección de muestras de fitobentos: 1 – sifón; 2 - Bomba de succión Perfilyeva; 3 - botella para mulu; 4 - tsebro para mulu; 5 – rastrillos; 6 - "tripa"
V. S. Travyanok y L. V. Evdokimova desarrollaron un modelo más completo de microbentómetro, que permite recolectar muestras de cualquier tipo de arcilla (Fig. 7.5). El microbentómetro de Travianko y Evdokimova consta de un tubo de 30 a 35 cm de largo con un diámetro interno de 5 a 6 cm, asegurado en la parte superior con una válvula estabilizadora que funciona automáticamente. Con un motor tranquilo, baje el tubo con la válvula cerrada en posición vertical sobre el costado del barco. Bajo la acción de la válvula fijada al racor, el tubo corta la parte inferior, donde la válvula sella herméticamente la abertura superior. Para obtener ayuda adicional, los motores giran el accesorio sobre la superficie; Cuando sale el agua, la abertura inferior del tubo se cierra completamente. Luego se vierte por la borda la bola superior de agua a través de la tubería del barril, y el tubo, que contiene el monolito con tierra y el exceso de agua, se desenrosca del estabilizador con una caja de válvulas, se drena y se congela, y la muestra se transfiere al platos preparados para ello.
Métodos de muestreo de perifiton.
Para determinar el almacenamiento específico de perifiton, se toman como depósitos en la superficie de diversos objetos submarinos (guijarros, piedras trituradas, piedras, tallos y hojas de plantas acuáticas altas, conchas de moluscos, partes de madera y hormigón de esporas hidráulicas, etc.). utilizando un cuchillo normal o raspadores y cucharas especiales (Figura 7.6). Sin embargo, con este ginebra hay muchos organismos diferentes. Algunos de ellos son arrastrados por corrientes de agua, los órganos (orgánulos) adheridos a las algas al sustrato colapsan y se destruye la imagen de la ubicación mutua de los componentes de la biocenosis. Por lo tanto, es mejor recolectar las algas de inmediato del sustrato, que se extrae a fondo o, a menudo, con cuidado sobre la superficie del agua para que la corriente no se lleve las algas. Vinculando el sustrato (un fragmento de yogo) a la vez con hidrógeno para la preparación de las muestras del recipiente, vierta el sumiso Kilkistya del agua de conducción de la quisquillosa vivchenna de la madre zbrane en el ganado, el 4% de rodchine formaldgіd.
Para obtener una muestra grande de perifiton, es aconsejable lavar las algas de la superficie del sustrato lavado con agua adicional y cepillos en un recipiente ancho (cubeta, palangana) y, habiendo empapado el lavado, transferirlo a la preparación. para platos de muestra. Es necesario conocer la superficie del sustrato que provoca la formación de algas. Para ello, cubra la superficie con un paño de lana y delinee sus contornos con tinta. La restauración de la superficie se lleva a cabo mediante el método de áreas promedio: transfiera el contorno de la superficie del sustrato a papel de calco y delineelo; De este papel, corte un cuadrado con un lado de 1 cm (área 1 cm2) y honrelo. Conociendo el peso del cuadrado de papel y el peso del contorno del papel, cubra el área requerida.
Cuando se infesta con algas epífitas, que se trituran del tallo de las hojas de las malas hierbas acuáticas altas, la superficie de la planta se disecciona no sólo en un área, sino también en una unidad de masa (cruda y seca) del sustrato de malas hierbas. Para ello, se planta una parcela de plantas en crecimiento, de cuya superficie se eliminan las epífitas, luego se seca hasta que se seque con el viento y se vuelve a plantar.
Métodos para recolectar algas terrestres y terrestres.
Las algas del suelo, que disuelven los lodos y lodos de árboles, rocas, piedras, tierra seca, jardines y paredes de las casas, etc., se recogen, a ser posible, inmediatamente del sustrato en bolsas de papel esterilizadas o en un tarro de cristal con un 4%. formaldehído. Los métodos para recolectar y tratar algas terrestres se describen en la literatura especializada.
Etiquetado y fijación de muestras, realización de muestreos de campo.
Todo el material recolectado se divide en dos partes mediante el método de digestión adicional de algas en un estado vivo y fijo. El material vivo se coloca en matraces esterilizados, tubos de ensayo, matraces, frascos, cerrados con tapones de algodón, sin quemarlos, o en bolsas de papel esterilizadas. Para salvar las condiciones de vida de las algas en tanques expedicionarios, las muestras de agua se envasan en papel suave y se colocan en cajas. Intente desembalar periódicamente y exponer a la luz del día rusa para favorecer los procesos fotosintéticos y el enriquecimiento con acidez. Independientemente de todas las visitas al extranjero, no todo el material recolectado se puede guardar, por lo que para trabajar con material vivo, las excursiones cortas son amigables, pero no las más difíciles.
El material que favorece la fijación se coloca en platos no esterilizados (tubos de ensayo, cuencos, frascos) bien cerrados con tapones de goma o corcho. Las muestras acuosas se fijan con formaldehído al 40%, que se añade a la muestra en una proporción de 1:10. Las algas que estén presentes sobre un sustrato sólido (en filtros de papel, guijarros, conchas vacías de moluscos, etc.) deben rellenarse con un 4% de formaldehído. Una buena conservación de las algas y su almacenamiento garantizará también la eliminación del formaldehído y de la trenza de cromo (5 ml de formaldehído al 4% y 10 g de K 2 SO 4 ⋅ Cr 2 (SO 4) 3 ⋅ 24H 2 unos 500 ml de agua). En el campo también se puede disolver yodo con yoduro de potasio (disolver 10 g de KI en 100 ml de agua, agregar 3 g de yodo cristalino y otros 100 ml de agua, agitar hasta que los cristales se disuelvan por completo, guardar en una botella oscura durante varios meses), lo que equivale al resultado del partido 1:5. Las muestras fijas y selladas herméticamente se pueden almacenar en la oscuridad hasta por tres horas.
Todos los reclutas deben estar cuidadosamente etiquetados. En las etiquetas que contengan aceituna simple o pasta que no se lave con agua, indicar el número de muestra, la hora y lugar de recolección y el nombre del recolector. Estos datos se registran simultáneamente en la planta de campo, que, además, incluye los resultados de pH, temperaturas del agua y del viento, un esquema del bebé y un informe sobre el depósito de agua que se está monitoreando, que se desarrolla en la nueva vegetación acuática. y otras precauciones.
Métodos de procesamiento claro de materiales.
El material recolectado se examina primero bajo un microscopio en la etapa viva el día de la recolección para determinar la acidez de las algas antes de realizar cambios en el almacenamiento del material vivo o la fijación de muestras (confirmación de células reproductivas, transición de estructura tipo palmela, formación de células, colonias, pérdida de flagelos y friabilidad, etc.) d.). A continuación, el material recogido será procesado en paralelo en un escenario fijo y en vivo. Para inocular con éxito las algas, es necesario trabajar con material vivo, que al fijarse cambia la forma del cuerpo, la forma y el contenido de los cloroplastos, lo que provoca flagelos, friabilidad o tendencia a colapsar. El siguiente paso es verter los fijadores. Para mantener vivo el material recolectado, tenga cuidado de protegerlo del sobrecalentamiento y la obstrucción con fijadores y proceda lo antes posible.
Los hidrógenos en las condiciones de vida, dependiendo de su tamaño y otras características, deben examinarse utilizando una lupa estereoscópica binocular adicional (MBS-1) o, más a menudo, utilizando microscopios ópticos de diferentes marcas con diferentes sistemas de oculares y lentes, en la luz, para paso, o por el método de contraste de fases, siguiendo las reglas básicas de la microscopía
Para el tratamiento microscópico de algas, prepare preparaciones: aplique una gota de rábano al objeto a observar y cúbralo con un vaso curvo. Si las algas viven en el agua, se colocan cerca de una gota de agua del grifo o de glicerina regada. Cuando se inyecta el medicamento, el área debajo de la curvatura se seca gradualmente y luego se agrega. Para cambiar la vaporización, aplique una fina bola de parafina a lo largo de los bordes de la superficie curva.
Si es necesario cuidar el objeto en sí, el método de la gota colgante da un buen resultado. Sobre una superficie limpia, aplique una pequeña gota de la cáscara terminada, después de lo cual los bordes de la curva se cubren con parafina, aceite de parafina o vaselina, coloque la gota sobre una superficie especial con un agujero en el medio para que la mota no sobresalga del fondo del agujero (pequeño 7,7). Este medicamento se puede administrar durante un período de varios meses, guardándolo durante los descansos entre el trabajo en la cámara de vologiy.
Con la entrada de algas, que perturban la estructura monádica, se produce una grave degradación que provoca su fragilidad. Sin embargo, al tomar el medicamento, el dolor gradualmente se calma y disminuye. El fortalecimiento de la mezcla también se logra calentando suavemente la preparación o agregando cola de cereza. Se recomienda fijar las algas con vapores de óxido de osmio (IV) (que ayuda a conservar los flagelos), yodo cristalino (la fijación con vapores de yodo permite no solo conservar los flagelos, sino también preparar almidón, como no, de color azul, que tiene un valor diagnóstico), formaldehído al 40 %, solución débil de hidrato de cloral o cloroformo. La eficacia de la exposición a pares de fijadores se determina experimentalmente según las características específicas del objeto. Las preparaciones más difíciles son las que están débilmente fijadas, en las que algunas algas han perdido su friabilidad, mientras que otras continúan desmoronándose bastante. Los preparados se enrollan cuidadosamente después de la fijación; los fragmentos se deforman en un corto período de tiempo con las algas (especialmente la eliminación de las membranas tisulares).
En muchos casos, además del análisis morfológico del signo, se utilizan métodos citológicos para transferir el material. Cuando las estructuras celulares internas están infectadas, especialmente en otros flagelados, la supervivencia de la preparación se logra con la ayuda de grados débiles (0,005-0,0001%) de rojo neutro, negro de metileno, negro neutro, rojo tripán, azul cresilo diamante, rojo Congo, verde. muestra claramente la piel, las papilas, el moco, las vacuolas, las mitocondrias, el aparato de Golgi y otros orgánulos.
La mayoría de los agracejos dan un buen resultado sólo después de curar utilizando métodos de fijación especiales (con muestras fijadas con formaldehído, el curado exitoso de barvniki sólo es posible después de hervir a fuego lento el material curado con agua destilada). El mejor fijador para el estudio citológico de las algas, incluido el desarrollo de su ultraestructura: 1-2% de óxido de osmio (IV) (no permite guardar el trival). Las algas que no tiñen las membranas se pueden fijar fácilmente con metanol. La solución de Lugol (1 g de yoduro de potasio y 1 g de yodo cristalino en 100 ml de agua) no solo fija bien las algas, sino que también elimina inmediatamente el almidón de color azul.
Carga nuclear. Para inocular núcleos, puede utilizar con éxito el fijador octólico de alcohol de Clark (3 partes de alcohol etílico al 96% y 1 parte de alcohol etílico) o la solución de Carnoy (6 partes de alcohol etílico al 96%, 3 partes de cloroformo y 1 parte de ácido octoico). Deje las algas en un fijador recién preparado durante 1 a 3 años, luego enjuague con alcohol etílico al 96% (2 veces) y agua (10 veces). Cabe señalar que en el caso de la infección citológica de algas, en la mayoría de los casos, es importante seleccionar los fijadores, marcadores de granero y el tiempo de exposición más eficaces en función de las características específicas de los objetos.
Al preparar los núcleos mediante el método del acetocarmín, la fijación previa con un fijador de alcohol-octano se somete a un exceso de agua, lo que provoca la hinchazón de las membranas del tejido. Para preparar barvnik, hervir 2 g de carmín en 400 ml de ácido octoico al 45% durante 4 años y enjuagar en el frigorífico. Por lo demás, puedes vikorystvovat la primera maldición de la regadera. Enfriar el vino tinto oscuro, filtrar y conservar durante mucho tiempo en un recipiente de vidrio oscuro. Deje caer las gotas de agua con algas en el portaobjetos, agregue las truchas granero, cubra con un vaso curvo y mantenga la mezcla bajo el microscopio. Para una preparación rápida, la preparación se calienta cuidadosamente sobre media cacerola de gas, evitando que hierva debajo de la superficie curva. Los núcleos están formados por los cuerpos basales de flagelos, vacuolas y pirenoides.
Para el desarrollo de la mitosis y la detección citoquímica del ADN es fundamental la reacción de Feulgen, que provoca la formación de cromatina nuclear; En este caso, el citoplasma queda estéril. Para llevar a cabo la reacción, Feulgen prepara tres órdenes. Rozchin A: mezclar 82,5 ml de ácido clorhídrico concentrado con 1000 ml de agua destilada. Rozchin B (reactivo de Schiff): se disuelve 1 g de fucsina básica en 200 ml de eneldo, se enfría a 50 ° C, se filtra, se añaden 20 ml de dilución A y después de enfriar a 25 ° C se disuelve 1 g de Na 2 SO anhidro 4 y luego se agregaron 300 mg de vugill activado; Después de 24 años, esta división debe estropearse por completo, ya que se evita el riesgo de deterioro antes de preparar una nueva división. Rozchin: mezclar 200 ml de agua con 10 ml de Na 2 SO 4 al 10% y 10 ml de Rozchin A.
Después del tratamiento con un fijador a base de alcohol, el material se sella durante 6-8 minutos (las horas de exposición se seleccionan experimentalmente) para el tratamiento A, se calienta a 60°C, luego se lava en frío en el tratamiento A, se enjuaga con agua y se sella durante 1 año. en el tratamiento B; luego, después de lavar tres veces con romero, enjuagar con agua y preparar una preparación permanente. Cabe señalar que en algunas algas, por ejemplo, las especies del dosel Spirogyra Link, Oscillatoria Vauch., el ADN en presencia del reactivo de Schiff produce una reacción de Feulgen muy débil.
A menudo se añade hematoxilina para preparar los núcleos de las algas. Los productos de hematoxilina recién preparados no tienen ninguna pretensión. Aparece unas diez horas después de la “maduración” de la podredumbre, cuando se oxida la hematoxilina. Los más utilizados para las algas son la hematoxilina de Heidenhain y la hematoxilina de Delafield. El primer granero está lo suficientemente maduro para cocinar, mientras que el otro tarda varios meses en prepararse. Para preparar hematoxilina de Heidenhain, prepare dos preparaciones. Rozchin A mezcle 2,5 g de galuns lisoámicos en 100 ml de agua, Rozchin B - 10 ml de hematoxilina alcohólica al 10% (en alcohol etílico absoluto) en 90 ml de agua. Rozchin B es culpable de una intensa intoxicación por vino y chervona. Después de la fijación, procese el material durante 6 a 12 años (dependiendo de las características específicas del objeto) en la sección A, y luego enjuague bien con agua destilada y corteza en la sección B durante 12 a 24 años (también en el objeto d). Se diferencia el campo de preparación del material con un control constante al detalle para luego enjuagarse nuevamente con agua destilada y lavarse con agua durante 10-30 minutos. Las estructuras de cromatina de los núcleos, los cuerpos basales de los flagelos y las mitocondrias se pierden en colores negros (Fig. 7.8, 1).
El método Giemsa permite la esterilización diferencial de los núcleos y otros orgánulos celulares. Los hidrógenos, eliminados de la membrana celular, se fijan con metanol y óxido de osmio (IV); Otros se preparan tras hidrólisis con óxido clorhídrico. Antes de la preparación, se recomienda estirar el material con 1 n. HCl a 60°C. Luego enjuague bien el ácido con agua destilada. Para preparar diluciones vikary de barvnik: 1-2 gotas del barvnik principal por 1 ml de agua; hora de preparación 20-60 min. Enjuagar rápidamente las preparaciones fermentadas con agua destilada, pasar por acetona anhidra, mezclar acetona y xileno en una proporción de 2:1, acetona y xileno en una proporción de 1:2, xileno y colocar en aceite de cedro. La cromatina nuclear y los cromosomas están barrados en rojo (color rojo violeta), los núcleos - en azul, los cloroplastos - en azul claro (los pirenoides no tienen barras) y los flagelos y sus cuerpos basales - en color azul claro.
Fermentación de la membrana celular.. Para Vivchennya, la naturaleza de la naturaleza de las conchas de Klitino Vicoristovo es 0,01% de la rutina de roschin del chervon (reactivo en los pectinovi richovini) y cloro-zinc-yodo (20 g de cloro de zinc, 6,5 g de Yodida Kaliy, 1,3 g de yodo cristalino en 10, 5 ml de agua), lo que convierte la celulosa en un color azul. Para revelar la estructura de la superficie de la membrana mucosa, las papilas se pelan con una solución acuosa de violeta de genciana al 0,1%, que también sella bien la mucosidad. Para detectar la mucosidad, además, defecar las canales, para que la mucosidad no penetre en el interior, pero no frotarlas bien. Los detalles de la estructura de la superficie de los tejidos son claramente visibles en nigrosina acuosa al 5%. Para curar las cáscaras de las algas finas, se recubren con KOH y luego se rellenan con gusanos Congo.
Fermentación de flagelos. Los flagelos se observan en un microscopio óptico para que Lefler los prepare adicionalmente. Para ello, el material se fija con óxido de osmio (IV), se sumerge durante una hora en alcohol absoluto y se deja secar. A continuación añadir una pizca de gotitas de arándano (cantidad de 100 ml de tanino acuoso al 20%, 50 ml de solución acuosa infundida de FeSO 4 y 10 ml de solución alcohólica infundida de fucsina básica) y calentar sobre la mitad del tenedor, sin llevar a hervir, hasta que aparezca vapor. Después de enjuagar con agua destilada, preparar la preparación durante 10 minutos con carbolfucsina (100 ml de solución acuosa al 5% de fenol recién destilado y 10 ml de solución alcohólica infundida de fucsina básica; dejar reposar durante 48 años, luego filtrar y conservar durante tres horas con agua destilada, dejar secar y colocar. En el bálsamo canadiense, este método se puede utilizar para determinar la presencia o ausencia de pelos en los flagelos (Fig. 7.8, 2, 3).
Injerto de cloroplasto, estigma; agotamiento de pirenoides. Los cloroplastos están incrustados en material vivo y los fragmentos se deforman debido a la fijación del olor. También es importante evitar el estigma. Altman trata bien el cuerpo albugíneo perenoides después de la fijación anterior. Barvnik se compone de 1 parte de ácido pícrico infundido en alcohol etílico absoluto, 7 partes de alcohol etílico al 50% y 1 parte de solución acuosa infundida en fucsina. El bombardeo dura al menos 2 años. La conservación de los cuerpos proteicos de los pirenoides se puede realizar sin fijación previa del material utilizando ottocarmín C. Añadir 55 ml de agua y 5 g de azocarmín C a 4 ml de ácido ottoico se puede hervir durante aproximadamente un año, formar una costra, enfriar y filtrar. y almacenado en un recipiente con vidrio oscuro Añade una gota de agua con algas al portaobjetos de vidrio, cúbrelo con un vaso curvo y mantenlo bajo el microscopio. El cuerpo proteico del pirenoide se vuelve de un color rojo intenso, mientras que el cuerpo blanco del pirenoide es de color marrón claro (Fig. 7.8, 4).
Revelando asimilados. El almidón se vuelve azul bajo la infusión de cualquier reactivo para eliminar el yodo. El más sensible de ellos es el yodo cloral (cristales fragmentados de yodo en forma de hidrato de cloral): permite detectar los granos de almidón más grandes y separar el almidón alrededor del perenoides como si fuera estromal (Fig. 7.8, 5). , 6). La presencia de paramilon se puede detectar diluyéndolo con KOH al 4%. La presencia de crisolamina se revela sólo a través de varias reacciones microquímicas complejas. El aceite y las grasas se descascaran con Sudán III (0,1 g de Sudán III en 20 ml de alcohol etílico absoluto) en color rojo y con óxido de osmio (IV) en negro (Fig. 7.8, 7).
vacuolas de vivchennia. Las vacuolas con jugo de celulosa se marcan debido a la fertilización habitual con una solución débil de rojo neutro. Las vacuolas pulsantes se pueden observar en material vivo bajo un microscopio óptico debido a su aparición periódica y esterilidad. La suspensión de un dispositivo de contraste de fases, la adición de tanino acuoso al 1% y la fijación del material con óxido de osmio (IV) facilitaron la identificación de estos orgánulos.
Agotamiento mitocondrial. Las mitocondrias están bien saturadas con libre acceso al 0,1% de ácido verde Janus (Fig. 7.8, 8). Por lo tanto, dejo caer agua con algas en el tobogán y lo cubro con un tobogán curvo justo después de agregar el granero.
Tratamiento del aparato de Golgi. El aparato de Golgi se oscurece durante la hora de fijación del material con óxido de osmio (IV). Yogo también se puede preparar con tripán blackita acuoso al 0,5%; Se disuelve una solución acuosa al 0,01% de plaquetas de metileno en lugar de células de color azul, momento en el que el aparato de Golgi se vuelve sin barba.
Métodos para preparar preparaciones permanentes.
Para preparar preparaciones estables, utilice glicerina-gelatina. Se mezcla una parte de gelatina con 6 partes de agua destilada durante varios años, luego se agregan 7 partes de glicerina pura y un cristal antiséptico, por ejemplo, timol o ácido carbólico. Calentar la mezcla al baño maría, removiendo con un palito de cristal, hasta que la gelatina se disuelva. Para sedimentar el kalachi, agregue clara de huevo cruda y filtre a través de un filtro de papel, frotando con un filtro caliente y cambiando el papel con frecuencia. Enfriar la gelatina de glicerina puede proporcionar información. Cuando se infunden, se derriten calentándolos en un baño de agua. Este medio se combina mejor con agua, pero cuando está congelado, no es necesario utilizar material seco.
Prepare las preparaciones lo antes posible: agregue agua y glicerina y déjelas secar aproximadamente una hora; luego aplique una gota de glicerina-gelatina derretida en un portaobjetos de vidrio calentado, transfiera el agua y cúbralo con un vaso curvo; Después de que la glicerina-gelatina esté completamente cubierta, el borde del vidrio curvo se cubre con barniz. Estos espacios en blanco se pueden guardar en posición horizontal estirando varias cuerdas.
Los preparados colocados en bálsamo de Canadá o resinas sintéticas sobre una base de metacrilato de metilo se conservan aún mejor. El líquido restante está endurecido, es transparente, químicamente neutro y tiene el correspondiente índice de color claro. Antes de ser colocado en bálsamo canadiense o resinas sintéticas, el material debe pasar por un minucioso proceso de riego mediante alcoholes de alta calidad hasta absoluto y aceite de clavo o xileno, que realza su claridad. El material, preparado según el método Giemsa, se coloca lo antes posible en un aceite de cedro, en el que se almacena indefinidamente.
Los métodos particulares para la preparación de preparaciones se basan en Bacillariophyta, Dinophyta y Desmidiales, cuya taxonomía se basa en la estructura de las cubiertas celulares (div.). La preparación de diatomeas ante la microscopía implica la reducción de todas las sustancias orgánicas, lo que oscurece la estructura del caparazón. Esto se puede lograr friendo el material o tratándolo con ácidos minerales concentrados o con ácido ácido. Al elegir el primer método, dejar caer la suspensión, verter en un bol pequeño y colocar tierra de diatomeas, aplicar sobre una superficie limpia y desnatada, secar y, colocando sobre un plato de mica, freír sobre la mitad de una bandeja para horno o en una estufa eléctrica hasta que esté todo Las sustancias orgánicas se queman por completo (a lo largo del día y más). Cuando se fermentan diatomeas bentónicas de cáscara gruesa, la fritura se realiza en un horno eléctrico a una temperatura de 450°C. Si la superficie curva se derrite cuando se calienta, el material se fríe en placas de mica y luego se transfiere a la superficie curva. El método de fritura permite conservar la mayor cantidad de fragmentos y conchas tiernas de especies planctónicas, lo que no destruye el crecimiento natural de las células en la colonia y retiene una pequeña cantidad de material rastreable. Sin embargo, las muestras contaminadas con una gran cantidad de sustancias orgánicas se tratan mejor químicamente.
Cuando se procesan en frío con ácidos, las muestras primero deben limpiarse de depósitos orgánicos y minerales gruesos en una losa de un año, eliminarse del formaldehído y las sales con agua destilada y luego dejarse reposar o centrifugarse. Las operaciones del asedio en Kilka dib se inundan con el ácido sirchany concentrado, Potim para dar dicromato cristalino de Kilka al nitrato kali, el vehículo destilado destilado al centrífugo gaded al ácido vidmivnie Vidid permisivo.
Indique a la mezcla caliente que se cure con ácidos utilizando el método frío. A esta altitud, primero hierva durante 10 a 15 minutos con ácido clorhídrico diluido y luego enjuague. Retirar el sedimento con una cantidad mínima de agua, transferirlo a un matraz, agregar al menos cinco veces la cantidad de ácido sulfúrico concentrado o ácido nítrico, llenando el matraz no más de la mitad, y hervir en agua o baños bajo campana con un duración de 15 minutos - 1 año. adición de cristales de KNO 3. Después de enfriar el sedimento, use una pipeta para transferirlo a un tubo de ensayo con agua, agregue con cuidado ácido y diatomeas al agua para eliminar la ebullición y la dispersión del ácido, y revuelva el sedimento hasta que se produzca una reacción neutra.
Después de freír o tratar con ácidos, el material se conserva con 2-3% de formaldehído para su mayor conservación o se vicoriza inmediatamente para la preparación de preparaciones permanentes. Con este método, sobre una superficie fina, limpia y no grasa, aplicar una suspensión de diatomeas de celulosa y dejar secar. Coloque una pequeña cantidad de resina sintética (pleurax, hyrax y in) con un índice de complejidad ligera de 1,6 sobre una superficie, derrítala sobre la mitad de la bota y cúbrala con una superficie curva con el siguiente material, presionando con cuidado. el nuevo y frágil medio. El exceso de sustancia intermedia se considera xileno adicional.
Las diatomeas, que tienen cáscaras muy finas y delicadas, se cultivan en preparaciones secas con el centro hervido. Para preparar una suspensión con tierra de diatomeas, aplíquela sobre la superficie, déjela secar, colóquela sobre una superficie y selle los bordes con barniz.
Al inocular Desmidiales y Dinophyta blindada, el material se remoja en agua de grifo, lo que elimina su clarificación. Para preparar agua salada, muela 20 partes de cloro, evapore en 100 partes de agua, agregue 100 partes de carbonato de potasio al 15% y déjelo por varios años, después de lo cual obtendrá mucha agua. Se añade gradualmente carbonato de potasio al filtrado hasta que aparece el precipitado. Después de una filtración repetida, vierta el líquido, cierre herméticamente el recipiente en un vaso oscuro y manténgalo en la oscuridad. Lleve el material final a una centrífuga, vierta 1-2 tazas de agua salada en el sedimento y cierre herméticamente el recipiente con un tapón. Lave el material de esta manera 2-3 veces con agua destilada. Para revelar su estructura, se recomienda teñir las conchas de los dinófitos con tripán blackita o yodo alcohólico después de clarificar con agua.
Para la descalcificación de algas incrustadas de agua (por ejemplo, Charophyceae), o que viven en rocas acuosas (agua dura), añadir ácido láctico, que también combina con el preparado, y, además, ácido clorhídrico vicórico.
Métodos para vibrar los tamaños de algas.
Cuando se inoculan con la composición de especies de algas, sus tamaños varían, lo que es un signo de diagnóstico importante. Para alinear objetos microscópicos, coloque el ocular-micrómetro sobre la regla de alineación (Fig. 7.9). El precio de las secciones del micrómetro ocular se calcula para el micrómetro de objeto adicional (un objeto con una línea aplicada, el precio de la sección de piel es de 10 micrones; Fig. 7.9), individualmente para el microscopio de piel y ambos activos ( informe div.). Al calcular las dimensiones lineales de las algas, es necesario realizar la calibración de una gran cantidad de muestras (10-100) con un procesamiento estadístico avanzado de los datos extraídos.
Todos los objetos que se dibujen deben pintarse cuidadosamente con equipo de dibujo adicional (RA-4, RA-5) y al mismo tiempo fotografiarse con un accesorio de microfotografía (MFN-1, MFN-2).
Al identificar algas, se debe lograr precisión. Material mayoritariamente original, es necesario anotar pequeñas mejoras en el diagnóstico de tamaño, forma y otros rasgos morfológicos, registrarlas en sus descripciones, en bebés, etc. Microfotografías.
Con un muestreo claro de muestras, es importante determinar la frecuencia de determinadas especies, basándose en indicaciones mentales. Existen diferentes escalas para evaluar la frecuencia de crecimiento de las algas. Al igual que el trasero, la escala Starmach apunta hacia abajo: + - Muy raramente (el tipo no está presente en la preparación de la piel); 1 - sencillo (1-6 copias por preparación); 2 – pocas (7-16 copias por preparación); 3 - seguidas (17-30 copias por preparación); 4 – rico (31-50 copias por preparación); 5 - muy rico, una ventaja absoluta (más de 50 copias del medicamento).
La microscopía electrónica de transmisión y barrido se utiliza cada vez más en la investigación algológica. Los métodos para preparar preparaciones y examinarlos utilizando un microscopio electrónico de transmisión y barrido adicional se describen en la literatura especializada.
Métodos para la formación de algas.
Algunas muestras de fitoplancton, fitobentos y perifiton pueden estar sujetas a la forma ácida. Los datos sobre la abundancia de algas son importantes para determinar su biomasa y la transformación de otros indicadores líquidos (pigmentos, proteínas, grasas, carbohidratos, vitaminas, ácidos nucleicos, elementos, intensidad de digestión, fotosíntesis, etc.) por célula o por unidad de biomasa. El número de algas se puede expresar en número de células, cenobios, colonias, hilos fragmentarios de la paloma cantora, etc.
Para determinar la cantidad de algas, trabaje con vasos de concha especiales (representados en franjas y cuadrados), en cuya superficie, utilizando una pipeta de sello (Fig. 7.10, 1), aplique una gota de agua a la muestra trazada. En ausencia de un cristal médico, puede utilizar el cristal objeto original para mover el microscopio sobre la mesa del microscopio para realizar preparaciones adicionales. Si no hay pipetas de sello, utilice la pipeta graduada original para cortar la parte inferior extendida y ensanchar la abertura de entrada. Para determinar la cantidad de algas, estanque las mismas cámaras de Najotta con un volumen de 0,01 cm 3 (Fig. 7.10, 2), "Uchinsky" (0,02 cm 3), etc. volumen 0,9 mm 3 (Fig. 7.10, 3, 4), Fuchs-Rosenthal et al. Cuando utilice cámaras Goryayev y Fuchs-Rosenthal, frote con cuidado la curva en las superficies laterales del portaobjetos de vidrio hasta que aparezca el anillo de Newton y luego llene la cámara con una gota de la muestra trazada usando una pipeta. Dependiendo del número de organismos en la muestra terminada, se pueden tratar todas o parte de las pistas (cuadrados) en la superficie del vidrio de curado. Es necesario realizar muestreos repetidos de algunas (al menos tres) gotas de una misma muestra, utilizando inmediatamente una pipeta para recoger las muestras para su limpieza después de haber tomado la muestra.
Crecimiento de la abundancia de fitoplancton.. Cuando se realizan pruebas adicionales con muestras a gran escala de fitoplacton (o una suspensión cultural de algas), el cambio en la cantidad de organismos por 1 litro de agua varía según la fórmula.
donde N es el número de organismos en 1 litro de agua en el depósito de agua rastreable (medio de cultivo); k es un coeficiente que muestra cuántas veces el volumen de la cámara de tratamiento es inferior a 1 cm 3 ; n – número de organismos identificados en los caminos intercambiados (cuadrados); A - el número de pistas (cuadrados) en el tablero médico (en la cámara); a - el número de caminos (cuadrados) donde hay depósitos de algas; V - muestra de muestra de mazorca (división 3); υ - muestra espesada (división 3).
Cambio en el número de bentos y perifiton.. Al inyectar muestras grandes en fitobentos y perifiton, que son organismos igualmente grandes, es importante sellarlas con una pipeta de sello con un volumen de 0,1 cm 3 . Determine la abundancia de algas en muestras de bentos y perifiton en una superficie de 10 cm 2 del sustrato utilizando la fórmula
donde N es el número de organismos por 10 cm 2 de superficie del sustrato; n es el número de organismos en las gotas de agua con un volumen de 0,1 cm 3; - obsyag probi (cm 3); 5 - el área del tubo cortada en un microbentómetro (para muestras bentónicas) o el área de la superficie del sustrato que contiene algas (para muestras incrustadas) (cm 2).
Desarrollo del número de algas epífitas.. Al inocular algas epífitas, su número también se añade a 1 g de sustrato de masa de algas crudo (o secado al aire) de acuerdo con la siguiente fórmula:
donde N es el número de organismos por 1 g de sustrato de masa vegetal crudo (ligeramente seco); n es el número de organismos en las gotas de agua con un volumen de 0,1 cm 3; - obsyag probi (cm 3); R - syrah o masa secada al aire (g) estas parcelas de sustrato de rocío, para las cuales se eliminarán las epífitas.
Calcio, en lugar de algas, las muestras suelen mostrar indicadores de su biomasa, que indican métodos adicionales medicinales, voluminosos, voluminosos y diversos productos químicos (radiocarbono, clorofila, ilovy e in.).
Valores de biomasa. Para determinar la biomasa de algas mediante el método de escala-volumen, es necesario extraer datos sobre su abundancia en una muestra de piel específica para una muestra de piel específica y en sus casos promedio (para un tipo de piel en una muestra de piel específica). Existen varios métodos para medir el volumen del cuerpo de algas. El método más preciso es el método estereométrico, cuando cualquier cuerpo se compara con cualquier cuerpo geométrico o una combinación de dichos cuerpos, después de lo cual se calculan utilizando fórmulas conocidas en geometría, en una línea recta se encuentran diferentes tamaños de organismos específicos. A veces utilizan materiales corporales promedio ya preparados y previamente calculados para varios tipos de algas, como se encuentra en el trabajo de muchos autores (div. comunicaciones bibliográficas en la p. 318). El espesor del agua de las algas de agua dulce se toma entre 1,0 y 1,05, el de las algas hiperhalosas, entre 1,1 y 1,2. La biomasa debe protegerse según el tipo de piel y luego resumirse. El método de identificación de biomasa por volumen circular se utiliza ampliamente en la práctica de estudios hidrobiológicos de la gran cantidad de diferentes componentes de las biocenosis, los patrones de distribución de algas en diferentes biotopos, en algunos cuerpos de agua y en diferentes cuerpos de agua, la dinámica estacional y de nutrientes de el desarrollo de algas y otros.
En caso de desarrollo intensivo de algas, es posible acelerar el proceso utilizando el método del agua. Cuando se analiza la muestra, se filtra a través de un filtro de papel (al mismo tiempo, el agua destilada se filtra a través de filtros de control). Luego retire los filtros y séquelos en una rejilla de secado a 100°W. Sobre la base de la extracción de datos, se calcula la masa seca y seca del asedio. En el futuro, se podrá utilizar el astillado de filtros en un horno de mufla en lugar del asaltado con sustancias orgánicas.
Las deficiencias de este método radican en el hecho de que da una indicación de la suma total de todos los significados de la muestra de sustancias orgánicas e inorgánicas, organismos vivos y casas inanimadas, criaturas y plantas. La introducción de representantes de varios taxones en esta masa total se puede expresar aproximadamente en fracciones de masa después de la exposición al microscopio de su interacción en varios campos de visión.
La mayor parte de la información externa sobre la biomasa de algas se puede determinar combinando varios métodos de seguimiento diferentes.
Algas planctónicas (fitoplancton)
fitoplancton- Una colección de algas pequeñas, muy microscópicas, que flotan libremente en la misma agua. Este es el principal grupo ecológico de algas que produce agua orgánica primaria, sin la cual es imposible detectar toda la vida en un cuerpo de agua. Durante el proceso de evolución, las algas planctónicas desarrollaron estructuras bajas que les permitieron permanecer cerca del agua durante mucho tiempo. En las algas planctónicas, que no tienen flagelos, una mayor flotabilidad se logra mediante una forma corporal significativa y la presencia de diversas estructuras y apéndices, cerdas, apéndices córneos y peretinok ta in. Otras formas de algas planctónicas están representadas por colonias planas o vacías, que son claramente visibles en forma de limo. Muchas algas se acumulan en el clímax del río con menos de un alimento (por ejemplo, grasa, aceite) o crean vacuolas de gas. Una de las características de las algas planctónicas, que les permite existir en aguas comunes en una zona determinada, es su diferente tamaño corporal. Debido a su menor tamaño y, por tanto, a su pequeña masa, las algas planctónicas no se hunden tan rápidamente hasta el fondo con el agua.
Las algas planctónicas se encuentran en cuerpos de agua de gran altitud, como lagos, cuencas de drenaje y pequeños lagos. El fitoplancton típico es especialmente característico de las grandes masas de agua.
Dependiendo de su tamaño, las algas fitoplanctónicas se dividen en mesoplancton, microplancton y nanoplancton.
Las algas de 1 a 5 mm de tamaño son transportadas al fitoplancter mesoplanctónico. Este es un grupo innumerable de organismos coloniales. Sphaeronostoc kihlmani ta in.). Las algas con un tamaño corporal de 50 µm a 1 mm pertenecen al grupo de los organismos microplanctónicos. Los organismos nanoplanctónicos cubren el cuerpo con un tamaño inferior a 50 micrones. Al recolectar muestras de una capa planctónica, el hedor atraviesa fácilmente el tejido seco.
En el plancton de agua dulce, la mayor diversidad se encuentra en los verdes, las diatomeas y los cianos. Entre las verdes, están claramente representadas las especies (especies) de Volvox unicelulares, cenobiales y coloniales. clamidomonas, gonio, pandorina, eudorina, volvox) y Chlorococcus (especies del río Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus, etc.). Los representantes característicos de las algas diatomeas en el plancton son especies de marquesinas. Melosira, Fragilaria, Tabellaria, Asterionella, Cyclotella. Los zianos a menudo y claramente se forman como plancteria. Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon, Gloeotrichia ta adentro. De las formas flageladas del plancton de agua dulce, los dinófitos primarios - ceracioі peridinio; De los dorados - tipos de marquesinas. Dinobryon, Mallomonas, Uroglena, Synura ta en.; de euglenoides - tipos de marquesinas Trachelomonas, Faco, Euglena Y los restos claramente se desarrollan en otros cuerpos de agua, que se calientan bien.
En aguas blandas de aguas pantanosas y aguas, se desarrolla el número de representantes de desmidea: tipos de marquesinas. Closterium, Cosmarium, Euastrum, Staurastrum, Micrasterias, Xanthidium, Desmidium ta adentro.
En diferentes masas de agua y cursos de agua de Bielorrusia se han observado cerca de 1.000 especies de algas planctónicas.
La composición de especies del fitoplancton varía en número en diferentes cuerpos de agua y se puede encontrar en un cuerpo de agua en diferentes momentos, y se encuentra entre la totalidad de los funcionarios ricos. Los más importantes son la luz, la temperatura y las condiciones químicas, así como los aportes antropogénicos. En algunos casos, esto conduce al agotamiento del fitoplancton, en otros, a un aumento significativo de su productividad. Cuando una gran cantidad de corrientes biogénicas ingresan al agua, se produce un desarrollo turbulento de algas planctónicas, que convierten el agua en colores verde, azul verdoso y otros. Este fenómeno dio origen al nombre de “color” del agua, cuando 1 litro de agua contiene millones de células de algas planctónicas. Como resultado de su distribución masiva se puede ver una avalancha de agua y otras sustancias tóxicas que pueden provocar la muerte de las zoocenosis por el agua. Se deben tener en cuenta los rastros de sustancias tóxicas que parecen ser causados por diversas algas (por ejemplo, especies microcistis) en el proceso de su vida.
El efecto de la iluminación como agente medioambiental se manifiesta claramente en la división vertical del fitoplancton. En los lagos, por ejemplo, las algas planctónicas permanecen en la superficie del agua, pero pueden desarrollarse a una profundidad de 10 a 15 m. La mayoría de los tipos de cianuros se desarrollan con mayor intensidad en el verano. Entonces, las algas de las marquesinas. Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon En la masa sólo se desarrollan las claras de la superficie del agua. Los mensh pueden alcanzar las algas de diatomeas ligeras. La mayoría de ellos, en las aguas poco profundas del lago y las cuencas de drenaje, se desarrollan más intensamente a una profundidad de 2 a 3 m.
El factor temperatura es también uno de los factores más importantes que afectan al fitoplancton. Hay especies que se desarrollan con menos frecuencia en masas de agua fría; Podrás ver lo que es ver aguas con agua tibia. Hay muchas algas en los edificios donde se puede vivir cerca del agua, donde el rango de temperatura de Kolivan es aún mayor.
Dado que en diversas especies de algas planctónicas no se mantiene la temperatura óptima, se produce un cambio en el patrón de estaciones de las especies (sucesión estacional). El ciclo vegetativo del fitoplancton comienza en Birch-Kvitna. En este momento, los plankters masivos tienen diferentes flagelados. Cromulina, Cryptomonas, el número de especies de diatomeas de aguas frías está aumentando – Melosira, Diatoma. Durante la otra mitad de la primavera, el complejo de diatomeas de agua fría se desarrolla rápidamente. Las afluencias parecen ser diatómicas de aguas moderadamente cálidas. Asterionella, Tabellaria, Las algas verdes y verdiazules se desarrollan más intensamente. En la otra mitad del verano, las algas verdes y azules alcanzan su máximo desarrollo, lo que puede provocar la “coloración” del agua. Las diatomeas durante el período incluyen representantes de las marquesinas de aguas cálidas. Fragilariaі Melosira granulada. En primavera, las diatómicas de agua fría junto con las algas verdiazules comienzan a desarrollarse más intensamente, que seguirán desarrollándose.
El agua natural contiene diversos compuestos químicos necesarios para el desarrollo del fitoplancton. Los más importantes son las sales minerales (elementos biogénicos). De las sales minerales para el desarrollo del fitoplancton (y las algas) se encuentran las sales necesarias de nitrógeno y fósforo. Por regla general, en las zonas acuáticas hay una clara falta de agua. Los elementos de la alimentación de las algas incluyen saliva y calcio. Las algas codiciosas son ricas en especies diatómicas y desmidium. El silicio es necesario para moldear la cáscara de las diatomeas. El magnesio, el potasio y el azufre también son elementos esenciales para las algas, pero el agua siempre tiene una cantidad suficiente.
Las algas planctónicas son las principales, y a menudo las únicas, productoras de materia orgánica primaria, necesaria para la supervivencia de todos los seres vivos en los cuerpos de agua. Las algas planctónicas participan activamente en la autopurificación del agua. A partir de algas planctónicas sumergidas se forman mulas, sapropeles y otros depósitos. Las algas planctónicas se forman como indicadores de obstrucción del agua. El hedor puede ser una fuente de proteínas, vitaminas y huertos para muchas industrias.
Las algas se pueden recolectar desde principios de primavera hasta finales de otoño, y el agua subterránea se puede recolectar en lugares no cubiertos de nieve.
Para recolectarlos es necesario llevar frascos de cuello ancho y tapones bien ajustados, una bolsa para ellos, un fondo, un raspador afilado, una malla de plancton, un bulbo con formaldehído, cajas o bolsas de polietileno para recolectar algas molidas, un papel para etiquetas, un cuaderno, b.
Los métodos de recolección e inoculación de algas están determinados por las características ecológicas y morfológicas de representantes de diversas especies y grupos ecológicos. Consideremos los principales métodos de recolección e inoculación de algas con agua con fines de estudios florístico-sistemáticos y, en parte, hidrobiológicos.
Recoge fitoplancton. La elección de un método para recolectar muestras de fitoplancton debe basarse en el tipo de cuerpos de agua, la etapa de desarrollo de las algas, la tarea de investigación, la disponibilidad de equipo, etc. Con el método de cambiar la composición de especies del fitoplancton, con un desarrollo intensivo del agua restante, se extrae suficiente agua de los cuerpos de agua, y con un desarrollo débil, la concentración directa de microorganismos en el agua se estanca. Uno de estos métodos es filtrar el agua a través de desagües planctónicos (descripción de desagües planctónicos y otros dispositivos para recolectar algas (Topachivsky, Masyuk, 1984)).
Al recolectar plancton de la superficie de las bolas con agua, baje la malla de plancton cerca del agua de modo que la abertura superior de la malla quede entre 5 y 10 cm por encima de la superficie del agua. Con un recipiente pequeño, saque agua de la bola de superficie (hasta 15-20 cm de profundidad) y viértala en el centro, filtrando así 50-100 litros de agua. En grandes masas de agua, las muestras de plancton se recolectan de la galera: se tira de la medida de plancton en un gancho delgado detrás de la galera, que se colapsa, con una longitud de 5 a 10 minutos. Para la recolección vertical de plancton, se utilizan vallas vikoristas con un diseño especial. En pequeños embalses, las muestras planctónicas se pueden recolectar de la orilla, sacando agua con cuidado con un recipiente frente a usted y filtrándola a través de una medida, o arrojando una medida con un hilo fino al agua y apretándola con cuidado. Este método permite recolectar algas neuston (epineuston, hiponeuston). La muestra de plancton se concentra de esta manera y se vierte en un frasco limpio preparado en un vaso de plancton tamizado a través de un tubo visible. A menudo, las muestras de plancton se pueden cultivar en estado vivo o fijo.
Para medir el fitoplancton, las muestras deben realizarse con dispositivos especiales (batómetros) de varios diseños. La práctica de retirar el batómetro del sistema Rutner está muy extendida. Su parte principal es un cilindro, fabricado en metal o plexiglás, con una capacidad de 1 a 5 litros. Ajuste las tapas superior e inferior para cerrar herméticamente el cilindro. Baje el batómetro al agua usando las tapas cerradas. Habiendo alcanzado la profundidad requerida como resultado de un fuerte aplastamiento de la brocheta, las tapas cierran las puertas del cilindro que, cuando se cierran, salen a la superficie. Lleno los cilindros con agua a través del tubo del barril, con un grifo, y los vierto en el recipiente preparado. Al inocular fitoplancton de las esferas de agua superficial, las muestras se toman sin la ayuda de un batómetro, recogiendo agua en un recipiente. En cuerpos de agua con poco fitoplancton, es importante recolectar muestras con un volumen de al menos 1 litro en paralelo con recolectas moderadas, lo que permite capturar innumerables objetos uniformemente grandes. En cuerpos de agua ricos en fitoplancton, el volumen de la muestra ácida se puede cambiar a 0,5 o aumentar a 0,25 l (por ejemplo, con agua "coloreada").
La concentración de muestras sólidas de fitoplancton se puede realizar mediante dos métodos que dan aproximadamente los mismos resultados: sedimentación y filtración.
Condensación de muestras usando el método de asedio Realizar después de su fijación previa y dejar en lugar oscuro durante 15-20 días. Después de esto, la bola de agua del medio se debe colocar con cuidado detrás de otro tubo de vidrio, un extremo del cual se aprieta con un tamiz de malla No. 77 en el recipiente de las bolas y el otro se conecta a una manguera de goma. Tome la muestra espesada, ajuste el volumen y transfiérala a un recipiente más pequeño.
Al condensar muestras mediante filtración, utilice filtros “frontales” o bacterianos.
Recoge fitobentos. Para cultivar una reserva específica de fitobentos en la superficie del embalse, basta con extender una capa de tierra del fondo y depositar una nueva. En aguas poco profundas (hasta 0,5-1,0 m de profundidad), se puede llegar con otro tubo de ensayo o sifón, bajado hasta el fondo, una manguera húmica con tubos de vidrio en los extremos, en los que se remoja el humín. En profundidades arcillosas, las muestras se recogen mediante un tamiz o matraz sujeto a un palo, así como diversos rastrillos, canalones, dragas, dragas, bombas de succión, etc.
Recoge el perifiton. Al aplicar la especie al perifiton, se depositan depósitos en la superficie de diversos objetos submarinos (guijarros, piedras trituradas, piedras, tallos y hojas de plantas altas, conchas de moluscos, partes de madera y hormigón de esporas hidráulicas, etc.). el uso de un cuchillo normal o raspadores especiales. Sin embargo, en este caso, muchos organismos morirán; Algunos de ellos son arrastrados por corrientes de agua, los órganos para unir las algas al sustrato colapsan y se destruye el patrón de colocación mutua de los componentes de la biocenosis. Por lo tanto, es mejor recolectar las algas de inmediato del sustrato, que se extrae a fondo o, a menudo, con cuidado sobre la superficie del agua para que la corriente no se lleve las algas. El sustrato preparado (o su fragmento) se coloca con algas en un recipiente preparado para la muestra y se llena con una pequeña cantidad de agua y agua, incubando adicionalmente el material recolectado en estado vivo o con una reducción del 4% en formaldehído.
Suelo, o algas contaminadas recoger, si es posible, inmediatamente del sustrato en bolsas o botellas de papel esterilizadas que contengan 4% de formaldehído.
Métodos de recolección y vivchennya. algas terrestres informes de literatura especializada (Hollerbach, Shtina, 1969).
Etiquetado y fijación de muestras. Vedennya campo schodennik. Para eliminar las algas de una planta viva o fija, divida el material recolectado en dos partes. El material vivo se coloca en un recipiente de vidrio esterilizado (tubos de ensayo, matraces, frascos), sellado con tapones de algodón que no se queman, o en bolsas de papel esterilizadas. Para conservar mejor las algas vivas en los tanques expedicionarios, las muestras de agua se envasan en papel suave y se colocan en cajas. Las muestras de vino se desembalan periódicamente y se colocan en un lugar luminoso para favorecer los procesos fotosintéticos y enriquecer el corazón con acidez.
El material que favorece la fijación se coloca cerca de cristalería limpiamente lavada y seca (tubos de ensayo, cuencos, frascos), bien cerrada con tapones de corcho o goma de mascar. Las muestras acuosas se fijan con formaldehído al 40%, añadido a una concentración de 0,1 por muestra recogida. Las algas que se encuentran sobre un sustrato sólido (filtros de papel, guijarros, conchas de mar vacías, etc.) se rellenan con formaldehído al 4%. Una buena conservación de las algas y su almacenamiento garantizará también la eliminación del formaldehído y de la trenza de cromo (5 ml de formaldehído al 4% y 10 g de K 2 SO 4 -Cr 2 (SO 4) 3 -24 H 2 O 500 ml de agua) . En general, puedes combinar yodo con yoduro de potasio. La disolución se prepara de la siguiente manera: disolver 10 g de KI en 100 ml de agua, agregar 3 g de yodo cristalino y 100 ml de agua, agitar hasta que los cristales se disuelvan por completo, conservar en una botella oscura durante varios meses. Antes de realizar la prueba, agregue 1:5. Las muestras fijadas y selladas herméticamente se pueden almacenar en un lugar fresco y oscuro hasta por tres horas.
Zibran intenta etiquetar con cuidado. En las etiquetas que se rellenan con aceituna simple o pasta, indicar el número de muestra, la hora y lugar de recolección, el propósito de la recolección y el nombre del recolector. Estos datos se registran en un registro de campo, que, además, incluye los resultados de pH, temperatura del agua y viento, una descripción esquemática del depósito de agua que se está desarrollando en un nuevo entorno acuático y otras precauciones.
El material seleccionado se aplica con cuidado. El material se examina primero bajo un microscopio en estado vivo el día de la recolección para determinar el estado limpio de las algas antes del momento del cambio, conservación del material vivo o fijación de muestras (creación de colonias reproductivas, y, pérdida de flagelos). y fragilidad, etc.). A continuación, se les forma paralelamente en un escenario vivo y fijo. Al trabajar con material vivo, es necesario inocular con éxito una importante mayoría de algas para cambiar la forma del cuerpo, la forma y la contaminación de los cromatóforos, que pierden flagelos, friabilidad o se preocupan de otro modo al fijarse. Para mantener vivo el material recolectado, protéjalo del sobrecalentamiento, obstrucción con abrazaderas y realice el proceso lo más rápido posible.
Las algas en estado vivo, dependiendo del tamaño de otras características, se miden utilizando una lupa estereoscópica binocular adicional (MBS-1) o microscopios ópticos.
Para el tratamiento microscópico de algas, prepare preparaciones: aplique una gota de rábano al objeto a observar y cúbralo con un vaso curvo. Si las algas viven en el agua, se colocan cerca de una gota de agua del grifo o de glicerina regada. Vale la pena recordar que con el fármaco inyectado antiguo, el área debajo de la pendiente curva se seca gradualmente y es necesario agregar el inodo. Para cambiar la vaporización, aplique una fina bola de parafina a lo largo de los bordes de la superficie curva.
Si es necesario cuidar el objeto en sí, el método de la gota colgante da un buen resultado. Sobre una superficie limpia, aplique una pequeña gota de grano terminado, luego de lo cual los bordes de la curva se recubren con parafina, aceite de parafina o vaselina, coloque la gota sobre una superficie especial con un agujero en el medio para que la gota no sobresalga del fondo del agujero. Este medicamento se puede administrar durante un período de varios meses, guardándolo durante los descansos entre el trabajo en la cámara de vologiy.
Con la entrada de algas, que perturban la estructura monádica, se produce una grave degradación que provoca su fragilidad. Sin embargo, al tomar el medicamento, el dolor gradualmente se calma y disminuye. El fortalecimiento de la mezcla también se logra calentando suavemente la preparación o agregando cola de cereza. Se recomienda fijar las algas con vapores de óxido de osmio (que ayuda a conservar los flagelos), yodo cristalino (la fijación con vapores de yodo permite no solo conservar los flagelos, sino también preparar almidón, así como vino e, de color azul, que tiene un valor más diagnóstico), formaldehído al 40%, solución débil de hidrato de cloral o cloroformo. La eficacia de la exposición a pares de fijadores se determina experimentalmente según las características específicas del objeto. Las preparaciones más difíciles son las que están débilmente fijadas, en las que algunas algas han perdido su friabilidad, mientras que otras continúan desmoronándose bastante. Los preparados se procesan inmediatamente después de la fijación y los fragmentos se deforman en un corto período de tiempo.
Cuando las estructuras celulares internas están infectadas, especialmente en otros flagelados, es necesario utilizar una mezcla de diluciones débiles (0,005-0,0001%) de rojo neutro, negro de metileno, negro neutro, rojo tripán, azul diamante-cresilo, rojo Congo, El verdor de Jano revela la membrana del tejido, pápulas, moco, vacuolas, mitocondrias, aparato de Golgi y otros orgánulos.
La mayoría de los agracejos dan un buen resultado sólo después de curar utilizando métodos de fijación especiales (con muestras fijadas con formaldehído, el curado exitoso de barvniki sólo es posible después de hervir a fuego lento el material curado con agua destilada). El fijador más corto para el examen citológico de las algas, incluido el desarrollo de su ultraestructura, es una dosis del 1 al 2% de óxido de osmio (la dosis no permite ahorrar trival). Las algas, que no tiñen las membranas celulares sanas, se pueden fijar fácil y rápidamente con metanol. La solución de Lugol (1 g de yoduro de potasio y 1 g de yodo cristalino en 100 ml de agua) no solo fija bien las algas, sino que también elimina inmediatamente el almidón de color azul.
Para implantar núcleos, se puede utilizar con éxito el fijador octólico de alcohol de Clark (tres partes de alcohol etílico al 96% y una parte de ácido oxtoico) o la solución de Cornoy (seis partes de alcohol etílico al 96%, tres partes de cloroformo y una parte de ácido oxoico). ). Deje las algas en el fijador recién preparado durante 1 a 3 años, luego enjuague con alcohol etílico al 96% (2 veces) y agua (10 veces). Cabe señalar que en el caso de la infección citológica de algas, en la mayoría de los casos, es importante seleccionar los fijadores, marcadores de granero y el tiempo de exposición más eficaces en función de las características específicas de los objetos. Estarán disponibles otros métodos para preparar núcleos.
Los flagelos se observan en un microscopio óptico para que Lefler los prepare adicionalmente. Para ello, el material se fija con óxido de osmio, se sumerge durante una hora en alcohol absoluto y se deja secar. A continuación añadir una pizca de gotitas de arándano (cantidad de 100 ml de tanino acuoso al 20%, 50 ml de solución acuosa infundida de FeSO 4 y 10 ml de solución alcohólica infundida de fucsina básica) y calentar sobre la mitad del tenedor, sin llevar a hervir, hasta que aparezca vapor. Después de enjuagar con agua destilada, preparar la preparación durante 10 minutos con carbolfucsina (100 ml de solución acuosa al 5% de fenol recién destilado y 10 ml de solución alcohólica infundida de fucsina básica; dejar reposar durante 48 años, filtrar y conservar durante tres horas con agua destilada agua, dejar secar y llenar con canadiense. Con este método es posible determinar la presencia o ausencia de flagelos pilosos. El seguimiento de la longitud de los flagelos, la naturaleza de su estructura y el lugar de unión se realizan sobre material vivo. el método de dispersión de fase.
Los cromatóforos quedan impresos en el material vivo, por lo que se deforman cuando se fija el olor. Por eso es importante salvar el estigma. Altman trata bien el cuerpo albugíneo perenoides después de la fijación anterior. Barvnik se compone de una parte de una solución saturada de ácido pícrico en alcohol etílico absoluto y siete partes de una solución acuosa saturada de fucsina. La preparación dura al menos 2 años.
La fertilización de los cuerpos proteicos de los pirenoides se puede realizar sin fijación previa del material utilizando azocarmín G adicional. Para ello, hasta 4 ml de ácido azoico, añadir 55 ml de agua y 5 g de azocarmín inu G. Otrimanu sumish hervir durante aproximadamente un año, vikorista y el refrigerador de regreso, fresco, en recipientes de vidrio oscuro. Añade una gota de agua con algas al portaobjetos de vidrio, cúbrelo con un vaso curvo y mantenlo bajo el microscopio. El cuerpo proteico del pirenoide adquiere un color rojo intenso, mientras que el color proteico es marrón claro.
El almidón se vuelve azul bajo la infusión de cualquier reactivo para eliminar el yodo. El más sensible de ellos, el yodo cloral (cristales fragmentados de yodo en forma de hidrato de cloral), permite identificar los gránulos de almidón más grandes y desintegrar el almidón alrededor del perenoides como si fuera estromal. La presencia de paramilon se puede detectar diluyéndolo con KOH al 4%. La presencia de crisolamina se revela únicamente mediante reacciones microquímicas complejas. Los aceites y las grasas se descascaran con sudán (0,1 g de sudán en 20 ml de alcohol etílico absoluto) en color rojo o con óxido de osmio en negro.
Las vacuolas con jugo de celulosa se marcan debido a la fertilización habitual con una solución débil de rojo neutro. Las vacuolas pulsantes se pueden observar en material vivo bajo un microscopio óptico debido a su aparición periódica y esterilidad. La suspensión del dispositivo de contraste de fases, la adición de tanino acuoso al 1% y la fijación del material con óxido de osmio aliviaron la detección de estos orgánulos.
Las mitocondrias están bien conservadas (con libre acceso al ácido) con un 0,1% de hojas verdes de Janus. Por lo tanto, dejo caer agua con algas en el tobogán y lo cubro con un tobogán curvo justo después de agregar el granero.
Aparato de Golgi al fijar el material con óxido de osmio oscuro. Yogo también se puede preparar con tripán blackita acuosa al 0,5%. En su lugar, la celulosa se infunde con un 0,01 % de blackita de metileno de color azul, momento en el que el aparato de Golgi queda privado de la púa.
Cuando se inoculan con la composición de especies de algas, sus tamaños varían, lo que es un signo de diagnóstico importante. Para hacer vibrar objetos microscópicos, coloque el ocular-micrómetro con una regla vibratoria. El precio de las secciones del ocular-micrómetro se calcula para cada objeto-micrómetro (el objeto con una línea aplicada, el precio de la sección de piel es de 10 micrones) individualmente para el microscopio de piel y la lente (detalles Ishe div. en el libro Gollerbach, Polyansky, 1951). Cuando se determinan las dimensiones lineales de las algas, la simulación debe realizarse con un gran número de copias (10 a 100) con el posterior procesamiento estadístico de los datos.
Todos los objetos pintados se pintan cuidadosamente utilizando equipo de pintura adicional (RA-4, RA-5) y se fotografían con un accesorio de microfotografía (MFN-11, MFN-12).
Al identificar algas, se debe lograr precisión. En su mayoría material original, es necesario anotar cualquier cambio menor en tamaño, forma y otras características morfológicas, para registrarlos en descripciones, en pequeñas imágenes y microfotografías.
Técnica para la formación en frío de algas. El coliforme puede contener muestras de fitoplancton, fitobentos y perifiton. Los datos sobre la abundancia de algas son importantes para determinar su biomasa y la transformación de otros indicadores químicos (pigmentos, proteínas, grasas, carbohidratos, vitaminas, ácidos nucleicos, elementos cenizas, intensidad de digestión, fotosíntesis, etc.) por célula o unidad de biomasa. El número de algas se puede expresar en el número de células, cenobios, hilos de ramas de la paloma cantora, etc.
La abundancia de algas planctónicas se mide mediante cámaras (Fuchs-Rosenthal, Nageotta, Goryaev y otras) con un microscopio con un aumento de 420 veces. Eliminaré lo menos posible de los tres depósitos la cantidad media de algas para volver a asegurar el suministro de agua limpia.
Dado que los objetos submarinos (piedras, árboles caídos, arbustos, animales, etc.) pueden ser un sustrato para el asentamiento de algas, en algunos casos una cantidad de algas cubrirá una superficie, en otros, una masa. Por ejemplo, cuando las algas crecen demasiado en algas o en algas macrófitas, se puede utilizar un método de consideración inmediata: primero, se tratan las algas que han crecido demasiado y luego se eliminan las epífitas. El crecimiento del jarrón permite que crezca la biomasa. Si la incrustación no requiere el método de crecimiento, entonces lave la incrustación de toda la macrófita o colgándola y dilúyala con agua hasta el volumen deseado (no más de 500 ml). La suspensión extraída debe inhalarse bajo un microscopio de la misma manera que cuando se toman muestras de plancton y sobreexponerse a toda la suspensión. De esta forma se elimina la cantidad de células de algas epífitas de toda la planta o planta.
Para la formación de grandes algas y macrófitos de fondo ( fucus y) es posible crear marcos cuadrados con dimensiones de 0,5 x 0,5 m (0,25 m 2), 0,25 x 0,25 (0,0625 m 2), 0,17 x 0,17 m (0 0289 m 2); para el tipo de algas goteantes Corallina ta adentro. - dimensiones 0,1 x 0,1 m (0,01 m 2) y 0,05 x 0,05 m (0,0025 m 2). Se coloca el marco sobre el crecimiento, se eliminan todas las algas que se han perdido con un bisturí o un cuchillo y se miden en el laboratorio con una balanza técnica con una precisión de 0,1 g. La biomasa se calcula a partir de los datos del crecimiento excesivo. por 1 m 2. Una característica similar de la división de macrófitos está indicada por el patrón de cortes en los lugares más típicos. El ancho del corte puede ser de 5 a 10 m, y la parte inferior del corte, que se mide con una cinta métrica, debe quedar debajo del fondo. Al extender el corte entre 0,5 y 25 m, se colocan los marcos de la imagen de kilkis. Con este método es posible determinar la biomasa natural de macrófitos y otras formas. Para identificar la biomasa es necesario conocer la superficie del fondo dentro de la zona monitoreada. Está indicado de forma visual y precisa (visualmente).